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Buscar libro de enfermedades y tratamientos.

Notapor miguelito » 14 Dic 2005, 11:47

Hola compañeros, me preguntaba si hay algun libro específico de aves rapaces en el que se nos indique el tratamiento a seguir, el antibiotico que hay que dar, las dosis, procedimientos a seguir, etc...

Un saludo, Miguel sanchez.
miguelito
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Notapor amaya449 » 14 Dic 2005, 19:27

En la editorial Clan, puedes encontrar dos tomos editados por el colegio oficial de veterinarios de Zamora, llamados "Veterinaria y Fauna Salvaje", en el cual viene bastante información sobre distintas enfermedades en estudios sobre rapaces, tablas con antibioticos comunes, fungicidas, bactericidas, vitaminas, y dosificación en rapaces, ...
No es muy completo, pero merece la pena. Un saludo.
amaya449
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Notapor miguelito » 15 Dic 2005, 18:57

gracias amaya, por la información,

Un saludo, Miguel Sanchez
miguelito
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Notapor parabuteo_unicitus » 07 Mar 2006, 23:23

ANESTESICOS



Bajo ninguna circunstancia deben ser utilizados por otra persona que no sea el veterinario o rehabilitador. En el capítulo 12 se lleva a cabo una revisión de los aspectos más importantes de la anestesia en rapaces. Para anestesiar un ave con seguridad es necesario monitorizarla, es decir, controlar sus constantes vitales. El anestesista debe ser capaz de responder adecuadamente a cualquier emergencia anestésica que se presente.



Inyectables:



1. Combinación de Ketamina HCl / Xilazina:



La Ketamina se presenta en 100 mg/cc de solución, y la xilazina en envases de 20 mg/cc y de 100 mg/cc. Utilizando la presentación de 20 mg/cc de xilazina, mezclar cantidades iguales de los dos medicamentos en una sola jeringuilla, y administrar a razón de 10 mg/kg de ketamina o 0.2 cc de esta mezcla por kilo de peso corporal. El veterinario debe cuidarse personalmente del animal hasta su completa recuperación, ya que el control de los signos vitales y el manejo de la apnea (fallo respiratorio) son muy importantes.

Para procedimientos cortos resulta una anestesia ideal si no se dispone de anestesia inhalatoria. A una dosis de 20 mg/kg de ketamina y 1 mg/kg de xilazina obtenemos una buena relajación muscular durante unos 15 minutos, período suficiente para procedimientos cortos, por ejemplo para determinar un diagnóstico (radiología, toma de muestras, etc). La ketamina sola puede usarse en la misma dosis pero es desaconsejable por la aparatosa recuperación. Es también una mezcla útil previa a la anestesia inhalatoria, evitando la inducción directa con un anestésico volátil, que puede producir apneas prolongadas o depresión cardiovascular.

No es aconsejable utilizar más de 1 mg/kg de xilazina, ya que produce cierta inestabilidad cardiovascular. La xilazina y la ketamina tienen una vida media diferente. De ser necesaria una nueva administración de anestésico, es mejor utilizar ketamina sola.



El período de inducción por vía intramuscular puede ser algo variable entre diferentes aves (entre 2 y 5 minutos en la mayoría de los casos). La inducción debe hacerse en un lugar tranquilo y oscuro. En ocasiones, si durante la inducción estresamos al ave, ésta puede no responder a la anestesia.



Esta combinación no se recomienda en accípiter, en los que existen frecuentes reacciones adversas, o en búho real, en el que la combinación ketamina/diazepam da mejores resultados, a no ser que quien la utilice esté muy familiarizado con ella. Otros inyectables, existentes en España, tampoco son recomendables en azores.



Para revertir la anestesia de ketamina/xilazina se puede utilizar yohimbina en una dosis de 1 mg/kg por vía intravenosa. No acorta la catalepsia producida por la ketamina, pero al ser un bloqueante alfa-dos-adrenérgico, antagoniza de la xilazina. Es necesario evitar que el ave vuele hasta que no se haya recuperado por completo.





2. Combinación de ketamina/diazepam:



Esta combinación es la ideal para la anestesia de búhos reales. A una dosis de 15 mg/kg de ketamina y 2 mg/kg de diazepam por vía intravenosa conseguimos una anestesia rápida de 15 o 20 minutos de duración. El diazepam tiene un efecto muy útil a la hora de evitar una recuperación aparatosa.



Esta combinación puede ser útil también en otras especies de rapaces. A diferencia de la xilazina, el diazepam produce una mayor estabilidad cardiovascular. La recuperación es más larga que con ketamina/xilazina.



3. Combinación de tiletamina/zolazepam:



Similar a la de ketamina/diazepam. Se comercializa en proporción 1:1. Se utiliza en rapaces a dosis de 20 mg/kg de tiletamina y 2 mg/kg de zolazepam. Para reconstituir la combinación comercial es necesario utilizar ketamina, de forma que consigamos, en vez de una proporción 1:1, una proporción 10 de tiletamina y ketamina y 1 de zolazepam. A parte del problema de proporción, es un buen anestésico, aunque no hay mucha diferencia con la mezcla de ketamina/valium y es considerablemente más cara que ésta.



4. Combinación ketamina/medetomidina:



La medetomidina es un relajante muscular muy similar a la xilazina. Se está implantando como anestésico de elección para la captura e inmovilización de animales de zoológico, en especial felinos. Las ventajas de la medetomidina frente a la xilazina son una mayor estabilidad cardiovascular y la posibilidad de revertir la anestesia con atipemazol. Esta reversión no es tan clara en rapaces, por lo que su ventaja frente a la xilazina es principalmente la estabilidad cardiovascular que produce.



5. Medetomidato:



En España se comercializa como un anestésico para porcino. Se emplea a una dosis de 15 mg/kg por vía intramuscular. Es un anestésico de corta duración que produce poca o nula relajación muscular, espasmos musculares y abundante lagrimeo, por lo que no es aconsejable en rapaces.



Anestésicos por inhalación:



1. Halotano

2. Isofluorano



Estos dos agentes se utilizan ampliamente en medicina aviar. El isofluorano es el más recomendable por su seguridad, eficacia y rápida inducción y recuperación. En manos de clínicos con experiencia, ambos dan excelentes resultados. Só1o deben administrarse con vaporizadores de precisión, con un flujo de oxígeno adecuado. Un pedazo de algodón empapado en anestésico en el fondo de una botella y sostenido sobre las fosas nasales del pájaro es una forma totalmente incorrecta y muy peligrosa de anestesiar a un ave.



Debe evitarse la inducción directa con altas concentraciones. La inducción debe ser gradual. Para traumatología es aconsejable la administración de ketamina/xilazina o ketamina/valium y después el mantenimiento con halotano o isofluorano.



Otros anestésicos por inhalación, como el metoxifluorano, ciclopropano, éter, etc, no son recomendables.





ANTIBIOTICOS



Hay cientos de preparaciones antibióticas que pueden ser utilizadas, pero de pocas existe información farmacocinética, sobre todo en rapaces. Además, muy pocos han demostrado ser eficaces contra las enfermedades que afectan comúnmente a las rapaces. Estos se describen a continuación.



A. Amoxicilina:



Estos agentes son razonablemente efectivos contra un amplio rango de bacterias gram positivas y gram negativas como las que se encuentran comúnmente infectando heridas. Se dosifica a razón de 100 mg/kg dos veces al día por vía oral o parenteral. Son compuestos económicos y fáciles de encontrar, y son una buena primera elección para prevenir infecciones bacterianas secundarias en casos de heridas.

En general las penicilinas, excepto las formas procaínicas, son de baja toxicidad, lo que nos permite utilizarlas con un amplio margen de seguridad. La mayoría de los patógenos respiratorios y entéricos son resistentes a las penicilinas, con excepción de la piperacilina, por lo no son una buena elección en estos casos. Aunque el germen responsable no sea sensible, el paciente puede mostrar mejoría si se utilizan a dosis altas. Sin embargo, tan pronto como el tratamiento es interrumpido, los síntomas clínicos reaparecen

Existen formas de amoxicilina de larga acción (LA) que permiten mantener concentraciones terapéuticas con una única administración diaria. Las forma procaínicas producen reacciones adversas en muchas aves de presa, en especial accípiters. Existen también formas para su administración intravenosa.



B. Carbenicilina


Este compuesto es una penicilina semisintética y es un bactericida particularmente efectivo contra infecciones por Pseudomonas y E. coli. Se administra vía intramuscular a razón de 250 mg/kg, y es efectivo en el tratamiento del clavo y otras infecciones graves por su amplia distribución tisular. Las rapaces no toleran su administración por vía oral.



La forma inyectable puede causar necrosis cutánea en la zona de la inyección en rapaces jóvenes (sobre todo águilas), por lo que debe administrarse solamente por vía intramuscular profunda, en una masa muscular grande. También se utiliza mezclado con DMSO (Dimetil-sulfóxido) y esteroides en tratamientos tópicos. Está siendo reemplazado en la mayoría de sus aplicaciones por la piperacilina.

En enfermedades respiratorias puede administrarse vía intratraqueal o mediante nebulización.





C. Piperacilina: .



Este agente es una penicilina sintética descubierta recientemente que ha reemplazado a la carbenicilina en nuestro centro. Tiene un amplio espectro de actividad contra gram negativas (un famoso clínico llamaba a este antibiótico "gorilacilina"). Se dosifica a razón de 100 mg/kg, 4 veces al día, por vía intramuscular.



Es el antibiótico de elección en emergencias, sobre todo en enfermedades respiratorias, al menos hasta que se disponga de un antibiograma. La mayoría de los patógenos aislados en las aves de presa son sensibles a esta penicilina. El inconveniente es su rápida eliminación. Las penicilinas se eliminan principalmente por secreción tubular y sólo una quinta parte por filtración glomerular. Las aves, a diferencia de los mamíferos, presentan un sistema porta renal. Este sistema se nutre de la sangre de las extremidades pelvianas y es un mecanismo extra con el que cuentan las aves para la excreción de ácido úrico. A diferencia de los reptiles, el sistema porta renal aviar es incompleto y contribuye a la secreción tubular y no afecta a la filtración glomerular. La administración de fármacos por vía intramuscular en las extremidades posteriores puede afectar a su farmacocinética si éstos se eliminan por secreción tubular, como es el caso de las penicilinas. Al administrarlas en la musculatura de la extremidad pelviana, parte se pierde directamente por la orina.



En general, las penicilinas inactivan los aminoglucósidos in vitro. Sin embargo, el efecto sinérgico tiene lugar antes del descenso de actividad de la combinación. La amikacina es el más estable en presencia de las penicilinas y con la piperacilina resulta en una combinación con buenos efectos terapéuticos.



D. Cefotaxima.



Cefalosporina de tercera generación, ha demostrado ser un buen agente terapéutico en la mayoría de las infecciones de aves de presa. En general las cefalosporinas presentan una baja toxicidad.



La cefotaxima alcanza buenas concentraciones en la mayoría de los tejidos, en particular en tejido óseo. Es por ello una buena elección en el caso de clavos, cuando hay osteomielitis, y en complicaciones post-quirúrgicas en la resolución de fracturas (osteomielitis).

Las dosis terapéuticas se mantienen en los tejidos incluso cuando las concentraciones plasmáticas han descendido, por lo que sólo es necesaria una administración diaria. Se emplea en una dosis de 75-100 mg/kg. El mayor inconveniente es su coste. A dosis altas produce anorexia en aves de presa.





E. Trimetoprim/Sulfametoxazol.



El sulfametoxazol es un derivado de las sulfamidas y el trimetoprim es una pirimidina que potencia la acción de las sulfamidas. La combinación tiene un amplio espectro, similar al de la enrofloxacina y en ocasiones superior al de la piperacilina, frente a la mayoría de los patógenos aislados en aves de presa. Es el antibiótico de elección en emergencias para muchos clínicos de aves de presa, siendo preferido incluso a la enrofloxacina.



Al ser las sulfamidas bacteriostáticas y no bactericidas es necesario que haya una respuesta del sistema inmune del paciente, por lo que no son de elección en pacientes con inmunosupresión. La combinación trimetoprim/sulfametoxazol es útil en pacientes con enfermedades respiratorias, gastrointestinales, heridas, dermatitis e infecciones de tejidos blandos. La vida media de los dos componentes es muy similar.



Las vías de administración son oral e intramuscular. Comercialmente se presenta como una combinación de 4 mg de trimetoprim y 20 mg de sulfametoxazol por cc. Se administran 2 ml /kg de la combinación.



Las sulfonamidas se eliminan vía renal por el mismo mecanismo que el ácido úrico. Esta combinación no debe por tanto administrarse en rapaces deshidratadas y debe permitirse el acceso libre al agua durante el tratamiento. Se han visto reacciones adversas como vómitos, diarrea, artritis, hepatitis e insuficiencia renal. Igualmente pueden producir granulocitopenia y anemia si se utilizan a dosis altas o en tratamientos prolongados.



El síntoma más frecuente de toxicidad es los vómitos. En cuanto aparecen signos de intoxicación debe suspenderse el tratamiento. Una buena medida es controlar los niveles de ácido úrico en sangre durante el tratamiento y suspenderlo si se aprecia un aumento significativo.



F. Cloramfenicol.



Este bacteriostático se ha utilizado ampliamente en el pasado, pero recientemente ha sido substituido por otros compuestos de desarrollo más reciente. Se encuentra en suspensión oral (palmitato), en solución intravenosa, o preparación intramuscular (succinato). La dosis empleada es 50-80 mg/kg, tres veces al día.



La forma oral (palmitato) es muy útil en el control de desequilibrios bacterianos gastrointestinales, ya que la absorción es casi nula. Es de particular interés en el tratamiento de la necrobiosis del buche. Se utiliza vía intravenosa en estados septicémicos a una dosis de 30 mg/kg. En soluciones intramuscular e intravenosa produce anemia hemolítica grave y es muy nefrotóxico.



G. Enrofloxacina



Es un derivado de las quinolonas de reciente desarrollo en el mercado veterinario. En los últimos tres años ha suplantado a muchos agentes de uso frecuente debido a su eficacia y seguridad. Puede administrarse por vía oral o por inyección. La farmacocinética todavía no está totalmente definida, pero una dosis entre 5 y 15 mg/kg, administrada 2 veces al día, es eficaz. La experiencia con animales de compañía (perros y gatos) indica que no inhibe el crecimiento óseo en animales jóvenes, aunque no se recomienda su uso en aves que no hayan completado su desarrollo.



La mayoría de los patógenos de las aves de presa son sensibles a la enrofloxacina. Al interferir en la ADN-girasa no produce resistencias, por lo que puede ser utilizado de forma regular. La ciprofloxacina tiene un espectro casi idéntico a la enrofloxacina, pero se ha reservado para su estricto uso en humana.



ANTIPARASITARIOS



A. Ivermectina:



Antihelmíntico de amplio espectro, ampliamente utilizado en animales domésticos y que ha demostrado ser seguro y efectivo contra parásitos internos y externos. No tiene efecto contra tenias y parásitos sanguíneos. La dosis recomendada es de 0.2 mg/kg en una única inyección, y repetir a las 1-2 semanas si el examen fecal así lo aconseja.



Este medicamento está diseñado para el tratamiento de ganado, por lo que la solución debe diluirse a 1:10 antes de utilizarse en aves. La dilución puede hacerse en suero salino si se administra rápidamente, antes de que precipite.



B. Fenbendazol:



También un antihelmíntico de amplio espectro seguro y efectivo. Es especialmente efectivo contra los gusanos redondos y puede presentar acción sobre fasciolas. Puede resultar útil en el tratamiento de las infestaciones en sacos aéreos del halcón de las praderas (Falco mexicanus). La dosis es de 20-50 mg/kg, en una sola administración, vía oral. Debe repetirse a los 15 días.



C. Praziquantel:



Este medicamento se utiliza específicamente para tratar tenias. Ha reemplazado al Yomesan, que de hecho ya no existe en el mercado. Se dosifica a 30 mg/kg, en una sola inyección intramuscular. También puede administrarse vía oral.



D. Metronidazol:



Este agente se utiliza en el tratamiento de la trichomoniasis. Es un preparado de humana que puede utilizarse en lugar del dimetridazol (desaparecido del mercado). Se dosifica a 30-50 mg/kg, administrado 1 ó 2 veces en total. Las infecciones más graves, con lesiones bien desarrolladas, pueden requerir períodos de administración más largos, pero estos casos suelen tener un final poco satisfactorio debido al daño producido en el organismo.



E. Spartrix:



Este compuesto fue desarrollado para combatir la trichomoniasis en palomas. Probablemente también es eficaz en rapaces, pero todavía hay poca información al respecto. La dosificación es de 20 mg/kg, una vez al día, durante 4 días.



F. Sulfadimetoxina:



Este agente es un buen antibiótico de amplio espectro y efectivo contra coccidios. La dosis inicial es de 55 mg/kg, seguido de dosis diarias de 25 mg/kg, vía oral. Un nuevo producto de reciente comercialización es el toltrazuril, que está dando muy buenos resultados en el tratamiento de las coccidiosis en aves de presa con una administración oral simple de 20 mg/kg.



G. Dietilcarbamicina:



Es un preparado en polvo para el control de parásitos externos. Aplicar en la cabeza, bajo las alas, y sobre la base de la cola. Mientras se maneja deben utilizarse guantes, y tener cuidado de no inhalar el polvo. Cualquier derivado de las piretrinas puede emplearse en el control de ectoparásitos, siendo mucho menos tóxicas aunque menos eficaces contra determinados parásitos.





ANTIFUNGICOS



A. Anfotericina-B:



Según la dosis presenta efecto fungicida o fungistático. Es el fármaco de elección en el tratamiento de la aspergilosis, a una dosis de 1.5 mg/kg. Además del efecto sobre la micosis es inmunoestimulante, de ahí tal vez su gran eficacia en el tratamiento de la aspergilosis. Es también efectiva contra candidiasis.



La anfotericina-B actúa de forma sinérgica con la 5 fluorocitosina. Puede administrarse vía intravenosa (diluida en suero dextrosa 5%), intramuscular y tópica. La absorción gastrointestinal es muy pobre. Es nefrotóxica y puede deprimir la médula ósea si se administra de forma continua.



En el tratamiento de la aspergilosis se utiliza con frecuencia de forma intratraqueal a una dosis de 1 mg/kg, diluida en agua estéril y en conjunción con la 5-fluorocitosina. Igualmente ha resultado eficaz su nebulización, que permite una mayor distribución en todo el aparato respiratorio. No hay absorción en las vías respiratorias.



B. 5-Fluorocitosina:



Es un fármaco fungistático efectivo en el tratamiento de micosis como aspergilosis, candidiasis y criptococosis. En el tratamiento de la aspergilosis se utiliza a una dosis de 50-75 mg/kg, cada 6-8 horas, por vía oral. La absorción por esta vía es rápida y hay una buena distribución en los tejidos. Se puede utilizar durante cierto tiempo, siempre que se controlen los parámetros hematológicos, ya que puede deprimir la médula ósea.



El tratamiento profiláctico de la aspergilosis puede hacerse con 50 mg/kg vía oral durante 7-10 días. Es especialmente recomendable en accípiters antes y durante cualquier cambio en el manejo, dueños, entrenamiento o viaje largo que provoque un grado importante de estrés al ave.



C. Nistatina.



Es un antibiótico poliénico de acción fungicida o fungistático, dependiendo de la dosis. Es el tratamiento de elección para la candidiasis, a una dosis de 100.000 unidades por kg de peso. Puede utilizarse vía oral o tópica, directamente en las lesiones orales. Tras una terapia prolongada con antibióticos, o durante ésta, es aconsejable la administración de nistatina para prevenir la candidiasis.







D. Imidazoles.



Los imidazoles agrupan un cierto número de fármacos comúnmente usados como antifúngicos. El ketoconazol es un bacteriostático utilizado también en el tratamiento de la aspergilosis, a una dosis de 25 mg/kg. Es también empleado en el tratamiento de las candidiasis resistentes a la nistatina.

El enilconazol ha sido utilizado en el tratamiento de la aspergilosis a una dosis igual a la del ketoconazol. Se ha empleado también nebulizado.



El itraconazol es el imidazol de más reciente aparición en el mercado. Es unas 100 veces más potente que el ketoconazol y presenta menor toxicidad. Se emplea a una dosis de 5 mg/kg, vía oral o nebulizado. En aves de presa pueden haber reacciones adversas.





AGENTES DE TERAPIA DE APOYO



A. Esteroides.



Estos medicamentos se administran como parte de una terapia de apoyo en aves con heridas graves o extremadamente emaciadas. La dosis usual es de 2-3 mg/kg por vía intramuscular o intravenosa, de 1 a 3 veces al día. Este agente también se utiliza como parte de los tratamientos tópicos en infecciones subcutáneas.



El tratamiento debe empezar con la dosis más alta y no se debe interrumpir bruscamente sino reducir la dosis paulatinamente. Los esteroides tienen efectos secundarios, como retraso de la cicatrización e inmunosupresión y potenciación o activación de enfermedades bacterianas, fúngicas o víricas. Por ello no deben utilizarse en infecciones generalizadas o en úlceras corneales.



Al. Dexametasona



Corticoesteroide de duración media. Se emplea a una dosis de 2 mg/kg por vía intramuscular, intraósea o intravenosa, principalmente en casos de shock o trauma. El efecto terapéutico se consigue a las 8-12 horas de su administración. También puede utilizarse intrarticular en caso de artritis traumáticas.



A2. Metilprednisolona



También utilizado en casos de shock o trauma. Es de corta duración, pero el efecto terapéutico se consigue a la hora de su administración. Es particularmente útil en reacciones alérgicas o en shock anafiláctico. Se emplea a dosis de 1 mg/kg.











A3. Betametasona



Corticoesteroide de larga duración. El efecto terapéutico dura 12-15 días. Se ha empleado con éxito en clavos, para reducir la inflamación, así como en lesiones traumáticas craneales que afectan al sistema nervioso central, a una dosis de 15 mg/kg.



B. Soluciones Ringer-lactato.



Este compuesto se utiliza en general como rehidratante y alcalinizante, y se administra regularmente a aquellas rapaces que muestren cualquier tipo de debilitamiento. La dosificación común es de un volumen de aproximadamente 1-3 % del peso corporal. Es más eficaz si se administra vía intravenosa o intraósea.



En el capítulo 9 se revisa la fluidoterapia de emergencia en aves de presa. En general, en el caso de una deshidratación, lo prioritario es conseguir restaurar el volumen sanguíneo lo más rápidamente posible, antes que corregir el desequilibrio metabólico (alcalosis o acidosis). De esta forma, conseguimos una perfusión sanguínea en los órganos, principalmente hígado y riñón, que corregirán la alcalosis o la acidosis correspondiente de forma natural.



C. Nutrical.



Es un suplemento vitamínico/mineral/calórico para proporcionar nutrientes a animales que no pueden o no quieren comer. Se presenta como una pasta que se dosifica a razón de 5 cc/kg, o mezclado con una solución Ringer al 10%, para administración oral de líquidos. En el capítulo 9 se revisan a su vez las fórmulas para la alimentación forzada de aves de presa.



TRATAMIENTO DE HERIDAS E INFECCIONES



A. Dimetilsulfóxido (DMSO).



Este agente penetra rápidamente en la piel, y se utiliza como portador de antibióticos y esteroides en el tratamiento de infecciones e inflamaciones localizadas (por ejemplo, del clavo). Una receta para el cóctel tópico que utilizamos regularmente en el centro es: 5 cc de DMSO, 1 gramo de piperacilina disuelta en 3 cc de agua estéril, y 2 cc de dexametasona. Aplicar diariamente con un hisopo con la punta de algodón sobre el área infectada o inflamada.



B.Tegaderm.



Este es un material plástico autoadhesivo para el tratamiento de heridas. Las mantiene húmedas, reduce el dolor y acelera la curación. Está fabricado por 3M, y se puede encontrar tanto en farmacias humanas como de veterinaria. Este producto debe utilizarse para cubrir heridas abiertas y cambiarse cada 3-5 días a medida que la curación de la herida progresa.



C. Agentes hidroactivos autoadherentes (Dermaheal, Douderm).



Estos materiales son especialmente eficaces en el tratamiento del clavo. Se adhieren a la lesión previniendo la migración bacteriana, a la vez que mantienen la herida húmeda y aceleran la granulación. Yo utilizo estos agentes para tratar problemas en las patas, y el Tegaderm para problemas en zonas corporales.



D. Preparación H.



Este compuesto se utiliza para acelerar la curación de heridas una vez han superado el estado de infección.



AGENTES TERAPEUTICOS RECOMENDADOS PARA RAPACES



AGENTE DOSIS APLICACIONES Y COMENTARIOS ANESTESICOS


HCI ketamina Ver prólogo Buen anestésico general cuando se utiliza con Rompún. Ver la sección de anestesia.



Metoxifluorano MUY TOXICO EN AVES. NO DEBE UTILIZARSE EN RAPACES.



Halotano Inhalación Uno de los mejores. Inducción y recuperación rápidas. Debe administrarse con un vaporizador deprecisión.





Isofluorano Inhalación Ha reemplazado los otros agentes inhalatorios utilizados previamente en aves. Eficaz y seguro en todas las especies en las que se ha probado.



Diazepam 1 mg/kg Bueno en combinación con ketamina.

La combinación, vía IV, es buena para la anestesia de búhos.



Pentobarbital 0.6cc/kg Buena alternativa a la ketamina/rompún en búho real.

Margen de seguridad pequeño.



Xilocaina 2% Eficaz y seguro como anestésico local





ANTIBIOTICOS



Amoxicilina 100 mg/kg Buen antibiótico de primera elección. Existen

b.i.d. formas de larga acción (LA) que permiten alcanzar la dosis terapéutica oral con sólo una administración cada 2 días. Espectros de sensibilidad varían de forma considerable, en especial los patógenos respiratorios. Buena elección en traumatismos y heridas. Baja toxicidad.



Carbenicilina 100-250 mg/kg Muy buena para Pseudomonas y E.coli.

Muy utilizada en problemas de clavos. No b.i.d. Administrar vía oral a rapaces. En ocasiones es necesario incrementar la dosis. También puede administrarse intratraqueal.



Piperacilina 100 mg/kg Nueva penicilina sintética con amplio

q.i.d. espectro. Antibiótico de primera elección en emergencias, sobre todo en enfermedades respiratorias. 4 veces al día. Amplia distribución en los tejidos. Reconstituida y refrigerada dura 72 horas.



Penicilina 50 mg/kg Las formas procaínicas cristalizan en túbulos renales. No es

recomendable enrapaces por su espectro reducido, irregular distribución y rápida eliminación.



Ampicilina 50 mg/kg Vida media muy baja con distribución

t.i.d. tisular irregular. Rápida eliminación. Espectro de sensibilidad muy bajo para los patógenos aviares comunes.



Cefotaxima 75-100 mg/kg Cefalosporina de tercera generación. Amplio espectro de

b.i.d. sensibilidad. Buenas concentraciones a nivel óseo. Buenos resultados en osteomielitis y en clavos. Dosis altas producen anorexia. Baja toxicidad. Cefalotina 50 mg/kg. No es absorbida vía oral. Para alcanzar niveles terapéuticos es necesaria la administración repetida. Espectro de sensibilidad para la mayoría de los patógenos aviares variable.



Cefalexina 50 mg/kg Al igual que la cefalotina, necesita de administración oral

frecuente. Espectro muy variable.



Amikacina 20-25 mg/kg Efectivo frente a la mayoría de los patógenos aviares, en

especial Klebsiella y Pseudomonas. Puede asociarse a penicilinas.



Tobramicina 5 mg/kg Útil en cepas de Pseudomonas resistentes a la gentamicina.

Menos toxica que ésta. Produce nefrotoxicidad. USAR EN RAPACES CON PRECAUCION.



Gentamicina 5-10 mg/kg NO USAR EN RAPACES. Muy nefrotóxica. Puede usarse

intratraqueal o nebulizada con menor riesgo. Cloramfenicol 50-80mg/kg. Se absorbe poco vía GI. Los succinatos b.i.d. se inactivan rápidamente. Se utiliza en tratamientos por vía IV. Excreción rápida. Alta toxicidad: produce nefrotoxicidad y anemia hemolítica. De elección en casos de necrobiosis del buche, vía oral.



Trimetoprim/ 4mg

+20mg/cc Sulfamidas. Amplio espectro. La mayoría



Sulfametoxazol 2 ml/kg Los patógenos en rapaces son sensibles, incluyendo

Salmonella, Pasteurella, Klebsiella, E- coli y muchas Pseudomonas. Puede producir vómitos. No usar si hay deshidratación y permitir siempre acceso libre al agua durante el tratamiento. Suspender si hay signos de intoxicación. B.i.d., intramuscular u oral.



Tricarcilina 200 mg/kg Baja toxicidad. Útil en problemas respiratorios pero

superada por cefalosporinas de nueva generación. b.i.d.



Tilosina 25-30mg/kg Buenos resultados en enfermedades respiratorias de origen

no fúngico. Como apoyo a terapia sistémica puede nebulizarse. Buenos resultados tópicos en conjuntivitis. B.i.d.



Neomicina 15 mg/kg No hay absorción intestinal. Buena para enteritis. Muchas

salmonelas son sensibles; útil en el tratamiento de portadores, pero en caso de

salmonelosis, es necesario terapia sistémica. B.i.d., oral.



Doxiciclina 50 mg/kg Muy potente contra psitacosis. Buen antibiótico de amplio

espectro. También en inyectable. No inyectar intramuscular, ya que produce necrosis e irritación muscular importante. Efectivo contra hemoparásitos. B.i.d., oral e intravenoso.



Oxitetraciclina 50 mg/kg Muy poco útil en rapaces. La mayoría de los patógenos

aislados en aves de presa son resistentes. Las inyecciones IM producen irritación muscular severa, con aumento de la AST y CK úricas.



Minociclina 15 mg/kg Efecto moderado de amplio espectro. b.i.d. Util para

reducir la carga parasitaria global.



Ciprofloxacina 10-20 mg/kg Excelente vía oral. No debe usarse en aves. Espectro

antimicrobiano igual a la enrofloxacina. B.i.d.



Enrofloxacina 15 mg/kg Fluoroquinolona. Antibiótico de elección en emergencias.

B.i.d. PO/IM. La mayoría de los patógenos de rapaces son sensibles. Especialmente interesante en salmonelosis.



ANTIFUNGICOS



Anfotericina-B 1.5 mg/kg Fungicida/fungistático según la dosis. Junto con la 5-

fluorocitosina es el tratamiento de elección de la aspergilosis. Puede administrarse vía IV. Cierta nefrotoxicidad.



Nebulizado 1mg/ml. No hay absorción en el aparato respiratorio. También

intratraqueal.



5-Fluorocitosina 50-75 mg/kg Administrar 4 veces al día junto a junto a la anfotericina-B

en el tratamiento oral, q.i.d , de aspergilosis. También como profilaxis durante 7-10 días.



Nistatina 100.000UI/Kg De elección en candidiasis. Puede aplicarse directamente

sobre las lesiones. T.i.d., oral, tópico.



Ketoconazol 25 mg/kg Terapia adjunta en el tratamiento de aspergilosis.

Util en casos de candidiasis resistentes a nistatina. Oral, t.i.d.



Itraconazol 5 mg/kg Farmacocindtica en rapaces todavía no definida.

Buenos resultados, pero variables según los casos, posiblemente dependiendo de la gravedad. Muy buenos resultados en nebulización. Oral.



Clorhexidina 2% solución Tratamiento de candidasis via oral. 5 cc/l



ANTIPARASITARIOS



Piperacina 100 mg/kg Ascaridos, Capilaria. Sabor amargo. No es muy

efectivo contra la mayoría de los nematodos en aves. Está en desuso.



Ivermectina 0.2 mg/kg Muy eficaz contra parásitos, en 2 días, internos y

externos. Tratamiento rutinario para aves salvajes cuando llegan a la clínica. Puede usarse también tópicamente. Debe diluirse en suero salino e inyectar rápidamente. Es efectiva contra coccidios. Como profilaxis puede administrarse cada 2 o 3 meses.



Fenbendazol 10-15mg/kg Efectivo contra la mayoría de los nematodos de rapaces.

No debe administrarse durante la muda. Puede usarse una sola vez, pero hay nematodos como Capillaria que requieren un tratamiento de hasta 5 días. Puede administrarse de forma regular para el control profiláctico de parasitosis.



Levamisol 10mg/kg Efectivo contra la mayoría de los nematodos intestinales.

Repetir en 10-15 días. Puede ser tóxico, produciendo vómitos, anorexia, ataxia y muerte. No utilizar en aves debilitadas.



Dimetridazol 120mg/kg Casos moderados de tricomoniasis. 2 dosis responden

casi inmediatamente. Si el tratamiento se prolonga pueden aparecer signos nerviosos y/o otitis. Tratamientos prolongados producen candidiasis. No administrar durante la cría. Usar con precaución en meses cálidos en los que aumenta el consumo de agua. Oral.



Metronidazol 30-50mg/kg Parece ser más efectivo y seguro que el imetridazol en

el tratamiento de la tricomoniasis. Administrar 1 o 2 veces.



Sulfadimetoxina 25-55 mg/kg Efectivo contra coccidiosis. Oral. Administrar 3 días.

La segunda y tercera dosis es de 25 mg/kg.



Toltrazuril 20mg/kg Tratamiento de elección para la coccidiosis. Oral.



Doxiciclina 100mg/Kg Efectivo contra hemoparásitos, Leucocytozoon

y Haemoproteus. IV.



Praziquantel 5 mg/kg Para cestodos. Añadir a la comida o administrar con sonda.

Oral. La forma inyectable puede ser tóxica.



Mebendazol 25mg/kg* Tóxico en rapaces. Produce hepatitis tóxica. Oral.



Primaquina 0.03 mg/kg Tratamiento de malaria. Debe administrarse con ioquina.

Sólo es activo contra formas circulantes. Administrar 3 días. Oral.



Cloroquina 5-10mg/kg Tratamiento de malaria. Administrar con primaquina

durante 3 días. La primera dosis debe ser de 10 mg/kg, la segunda y tercera de 5 mg/kg.



Dietilcarbamicina Externo. Eficaz contra la mayoría de Acaros y piojos.



Carbaril externo Aplicar externamente. Efectivo contra ectoparásitos.

.Puede aplicarse en los nidales y jaula.



Piretrinas externo Para ectoparásitos. Poco tóxicas, pueden aplicarse con

frecuencia.



TRATAMIENTO DE APOYO



Dexametasona 1-2 mg/kg. Estados catabólicos graves. Shock, reducción de edemas. 2

mg/kg IV en aves extremadamente deprimidas y caquécticas. Acción inmediata tras inyección. .Solución electrolítica c.s.p. Rehidratación oral.



Ringer-Lactato 10 cc/kg. Rehidratación IV o intraósea rápida.



Dextrosa 50% 5 cc/50cc. Rehidratación en pacientes extremadamente emaciados.



COMPLEJOS VITAMINICOS



ABDEC. Complejo vitamínico. Rociar en la comida Suplemento vitamínico general de

forma periódica. Es necesario estudiar la dieta para conocer en qué vitaminas es deficiente y suplementar la dieta en función de las necesidades para asegurar los niveles de mantenimiento.



Complejo B. 0.10 cc/kg/día. Aves caquécticas con signos nerviosos, esp. Por

intoxicación por plomo. Administrar después de tratamientos prolongados con antibióticos. Como terapia de apoyo en alteraciones nerviosas o de hígado o riñón.



A y D3. 0.10 cc/kg. Muy útil para aves mantenidas en interiores durante largos

períodos. No sobredosificar.

No administrar más de 1000 UI/kg de vitamina D3. La dosificación de vitamina A es de 100.000 UI/kg cada dos semanas en caso de deficiencia.



Aceite de hígado

de bacalao 0.5 cc/kg. Inyectar en ratón o en otra carne y administrar una vez por

semana. .Hierro-dextrano 10 mg/kg. Tratamiento de anemias, repetir una vez por semana. Controlar recuperación PVC.



MISCELANEA



Ca EDTA 35 mg/kg. Tratamiento de la intoxicación por plomo. Tratar hasta que desaparezca la sintomatología. Entonces administrar por vía oral.



Chlorhexidina tópica. Especialmente útil en heridas en las patas.



Dexametasona 2 mg/kg. Como diurético. Tiene menos riesgo que la furosemida.



Diazepam 1-1.5 mg/kg. Puede utilizarse como anestésico junto con ketamina. Útil en el control de convulsiones asociadas con intoxicación por plomo o con estricnina. También es útil para tranquilizar aves agresivas y estimular el apetito.



Diazepam 1 mg/kg. Estimulante del apetito. Útil en casos de anorexia.



D.M.S.O. tópico. Aumenta la circulación en el área de cada la piel. Se utiliza como vehículo 3 días para otros agentes terapéuticos o en nebulizadores.



Doxapram 5-10 mg/kg. Estimulante respiratorio. Acelera la recuperación de la anestesia con ketamina y xilazina.



Flunixin-meglumine 1-10 mg/kg. Analgésico, antiinflamatorio y antipirético. Su uso no está muy extendido en aves de presa.



Furosemida 4-6 mg/kg. Como diurético. Para aliviar congestiones pulmonares. Puede ser peligroso. No administrar en aves deshidratadas.



Kaolin/Pectina. Solución. Tratamiento inespecífico de intoxicaciones orales. Absorbe las toxinas del tracto digestivo.



Lactulosa. Solución. Absorbe toxinas. Útil en casos de hepatopatías y disbiosis intestinales. Mejora el apetito.



Oxitocina 10 UI/Kg. Para estimular la puesta en casos de retención de huevo. Debe administrarse junto con calcio



Preparación tópica cicatrizante y estimulante del desarrollo de tejidos.



Primidona 50 mg/kg. Control de convulsiones.



Xilazina 1-2 mg/kg. Junto con ketamina, como anestésico general.
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Notapor parabuteo_unicitus » 07 Mar 2006, 23:24

1. Historia clínica: Asegurarse de que es lo más completa posible.

2. Observación: Comprobar patrón respiratorio. Observar signos de dificultad respiratoria y/o obstrucción de las vías aéreas. Comprobar postura y actitud del animal antes de someterlo a un manejo manual. Mirar cantidad y contenido de secreciones, así como estado de hidratación (por ejemplo globo ocular hundido, córnea opaca).

3. Examen físico: Rellenar el formulario de examen físico.

4. Tratamiento Inicial:

Peso
Convulsiones – Administrar 0.5 mg/kg de Diacepam iv, o bien 0.8 mg/kg de Midazolam en aves > 500 gr, o 1.5 mg/kg en aves < 500gr de peso, iv.
Empezar con fluidoterapia – Fluidos pueden ser administrados en un bolo a través de una aguja o mariposa de 22-25 ga posicionada en la vena ulnar o en la vena metatarsiana medial. Si no es posible el acceso venoso debido a la condición del ave, se puede colocar un catéter intraóseo en el cúbito. Administrar lentamente Ringer Lactato atemperado.




Peso
Cantidad de RL
Dexametasona
(4mg/ml) Enrofloxacina(15mg/kg)

100 gramos
2-3 ml
0.05-0.1ml
0.07 ml

200 gramos
4-6 ml
0.1-0.2 ml
0.14 ml

300 gramos
6-9 ml
0.15-0.3 ml
0.20 ml

400 gramos
8-12 ml
0.2-0.4 ml
0.28 ml

500 gramos
10-15 ml
0.25-0.5 ml
0.34 ml

750 gramos
15-23 ml
0.4-0.8 ml
0.51 ml

1000 gramos
20-30 ml
0.5-1.0 ml
0.70 ml

1500 gramos
30-45 ml
0.75-1.5 ml
1.0 ml

2000 gramos
40-60 ml
1.0-2.0 ml
1.4 ml

3000 gramos
60-90 ml
1.5-3.0 ml
2.0 ml

4000 gramos
80-120 ml
2.0-4.0 ml
2.8 ml






Administrar 2-4 mg/kg de Dexametasona iv o im. Puede ser administrada con fluidoterapia.
Administrar 15 mg/kg de Enrofloxacina oral o iv. Continuar con este tratamiento durante 5 días o más.
Colocar al animal en una jaula apropiada, con una percha.
Reevaluar al animal tras varias horas. Repetir fluidoterapia en caso necesario. Realizar extracción de sangre y radiografías según criterio médico.
Una vez rehidratado el animal, alimentar mediante sonda gástrica a aquellos animales en condición corporal comprometida con una fórmula de fácil digestión. Animales en buena condición corporal pueden ser alimentados con presa.
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Notapor parabuteo_unicitus » 07 Mar 2006, 23:26

INTRODUCCION


La gran mayoría de los casos que se reciben en la clínica de rehabilitación de aves de presa son de origen traumático. En la mayoría de los casos el tiempo transcurrido entre el trauma y la presentación del ave es sumamente variable, pero tiende a ser largo. La evaluación inicial de un ave traumatizada juega, por lo tanto, un papel esencial en las posibilidades de recuperación de la misma, así como en la maximización de la eficacia en la utilización de los recursos disponibles. Nuestro objetivo debe ser el devolver el ave a un estado funcional absoluto, pues su supervivencia depende de ello. El utilizar recursos en aves sin posibilidades de sobrevivir es tanto impráctico como cruel para el animal y debe de evitarse a toda costa. Por lo tanto, nuestra primera prioridad es el determinar cómo lograr nuestro objetivo de la manera más eficiente posible. El examen físico inicial, unido al examen radiológico y hematológico, nos permiten determinar la necesidad de atención al problema, las limitantes y ventajas de cada modalidad terapéutica, y las posibilidades de éxito de su aplicación.



EVALUACION INICIAL DEL AVE



Al recibir un ave traumatizada se debe tomar acción inmediata para lograr su estabilización. Si no podemos hacer un examen clínico completo inmediato ni iniciar la terapia inmediata, conviene permitir que el ave se estabilice y adapte mientras nos preparamos a examinarla. Se debe procurar proporcionarle una fuente de calor. El calor disminuye la probabilidad de shock, ayuda a que el animal mantenga su temperatura corporal y a que acelere sus funciones vitales que, de otro modo, estarían deprimidas.



El equipo necesario para esto consiste de: a) incubadoras, b) lámparas infrarrojas, c) lámparas incandescentes con reflectores y d) colchonetas térmicas. La temperatura debe mantenerse alrededor de 32.29-35.9C. Los calentadores deben estar estratégicamente colocados de modo que el animal pueda apartarse de la fuente de calor si está demasiado caliente. También se deben eliminar las causas obvias de stress. Los ambientes oscuros parecen tener un efecto tranquilizador en los animales en confinamiento. El cubrir las cajas o el colocar a los animales en cajas de cartón elimina los estímulos visuales más estresantes. Todas las jaulas o cajas deben mantenerse en lugares donde el ruido ambiental sea poco a inexistente. Una vez el animal ha estabilizado su temperatura corporal, se lo puede examinar.



Durante el examen físico completo, se puede iniciar la terapia básica, que no causará daño a las aves que no la requieran específicamente, pero que beneficiará enormemente a las aves metabólicamente comprometidas. Se deben de administrar líquidos por vía parenteral de ser posible. Los animales deshidratados deberán someterse a varias sesiones de hidroterapia.



En casi todos los casos, pero sobre todo si el animal está muy débil o comatoso, se deben inyectar los fármacos indicados por vía intravenosa o intraósea. La vía subcutánea es una vía alternativa, pero no debe de ser la vía de elección. La cantidad de líquido administrado debe ser equivalente al 10% del peso vivo del animal (expresado en gramos). Se deben administrar líquidos cada 6 horas, o a medida que se vaya absorbiendo del lugar de inyección. Se debe vigilar al animal de cerca durante un tiempo, procurando no molestarlo ni distraerlo. Deberían tratarse de observar signos en el animal que puedan ayudar en el diagnóstico. Es importante registrar el color de las mucosas, la consistencia de las heces y una motilidad intestinal anormal. Las descargas corporales son importantes, pues las aves con problemas de compresión medular secundaria al trauma espinal son incapaces de evacuar. Ello conlleva un pronóstico grave, letal normalmente.



La disnea y la respiración forzada nos indican un compromiso en el sistema respiratorio o un metabolismo severamente alterado. Si existe la posibilidad de suministrar oxígeno sin causar un mayor stress, deberá hacerse lo antes posible. La presencia de convulsiones, temblores o desordenes nerviosos puede indicar intoxicación unida al trauma, y frecuentemente no se expresan hasta que el ave está relajada.



La tortícolis es un problema frecuente en halcones de las praderas (Falco mexicanus) en Norteamérica. Aunque no se conoce la causa, se sospecha hipovitaminosis de tiamina. En otras aves de presa puede indicar trauma, desordenes a nivel cerebelar o enfermedades infecciosas (Newcastle). La ataxia y la paresia posterior son comunes en casos de trauma a nivel de médula espinal. La fractura o dislocación de la columna vertebral ocurre más comúnmente a nivel de la última vértebra torácica y la articulación con las vértebras lumbosacras fusionadas, que dan lugar, todas juntas, a la estructura del hueso sacro-ilíaco. Toda anormalidad observada nos permite una mejor evaluación del paciente y la aproximación a un pronóstico más realista.



FLUIDOTERAPIA



La terapia de líquidos, como habíamos visto anteriormente, debe continuarse cada seis o más horas (máximo 12 horas entre sesiones) durante un mínimo de tres días. Ello es crítico para re-establecer el nivel apropiado de hidratación y energía del animal.



Las vías de administración más prácticas son la oral, la subcutánea, la intravenosa y la intraósea. Pueden darse líquidos por vía intracoelómica, pero no se recomienda, pues el riesgo de introducir el líquido en un saco aéreo es grande y conlleva graves consecuencias.



Administración de líquidos vía oral.



Este método es seguro, práctico y versátil, y debe ser el de primera elección cuando el rehabilitador u operario no posea la experiencia necesaria con las otras rutas de administración. Todos los líquidos deben calentarse a temperatura corporal antes de ser administrados. Los tipos de soluciones rehidratantes orales se discuten más adelante. La técnica de administración consiste en pasar un tubo de alimentación (pueden utilizarse sondas naso-gástricas humanas del 4 al 9 Francés) hasta el proventrículo o molleja. El líquido se inyecta mientras se sujeta la cabeza del ave y se vigila que no haya reflujo de la solución a la glotis del animal (Fig. 1). Esta vía nunca debe utilizarse en aves débiles, en estado de shock, o comatosas. Si el animal está alerta y acepta los líquidos oralmente, puede utilizarse la siguiente fórmula de rehidratación, a razón de 30 ml de solución por kilogramos de peso, al finalizar el examen físico y radiológico, justo antes de devolverlo a su jaula o caja:



1 Cucharadita de sal

3 Cucharaditas de azúcar

1 Litro de agua caliente



O bien:

Solución electrolítica comercial (Gatorade).



A continuación se presentan las fórmulas indicadas para la rehidratación, la alimentación forzada y el mantenimiento de las aves en rehabilitación.



SOLUCIONES REHIDRATANTES ORALES



Ya que la ruta oral es utilizada frecuentemente por la mayoría de los rehabilitadores, a continuación se presentan algunas soluciones que pueden ser administradas por esta vía. Al evaluar estas fórmulas, deben recordarse algunos puntos básicos de la fisiología digestiva aviar: En primer lugar, sólo se absorben los azúcares sencillos (glucosa más rápidamente que fructosa). Segundo, que los azúcares compuestos, como la sucrosa, maltosa y polisacáridos deben ser digeridos antes de absorberse. Tercero, que la presencia de sodio, bicarbonato y aminoácidos favorece la absorción de glucosa. Y por último, que el agua se absorbe pasivamente por presión osmótica a medida que se absorben los nutrientes.



1. 2 1/2% DEXTROSA + 1/2 RINGER-LACATO (LRS)



INGREDIENTES: Agua, dextrosa, sodio, potasio, calcio, lactosa, clorhidrato



VENTAJAS: Isotónica, se absorbe rápidamente. Excelente fuente de electrolitos.



DESVENTAJAS: No contiene proteínas o bicarbonato. Cara si se necesita rehidratar gran número de aves. Debe obtenerse a través de hospitales humanos o veterinarios o de mayoristas de material médico.



2. 50% DEXTROSA (50cc) + SAL DE MESA (1 cucharadita) + agua (1 L)



INGREDIENTES: Igual que Dextrosa en LRS pero sin potasio, calcio o lactato.



VENTAJAS: Absorción rápida. Buena fuente de glucosa, sodio y agua.



DESVENTAJAS: La solución de dextrosa al 50% puede ser aún más difícil de conseguir que la anterior, y su precio es más elevado. No tiene electrolitos aparte del NaCl, ni tampoco aminoácidos.











3. 100 MIEL KARO (Jarabe de maíz) + 1 LITRO DE AGUA



INGREDIENTES: Dextrosa (16.7%), maltosa (9.0%), sucrosa (4.5%), trisacáridos (7.7%), otros polisacáridos (37.2%), proteínas (O%), grasa (O%).



VENTAJAS: Económico. Se puede conseguir fácilmente en las tiendas de alimentos.



DESVENTAJAS: La principal desventaja de esta solución es que sólo un 16.7% es glucosa, rápidamente absorbible. Los otros azúcares deben sufrir la acción enzimática antes de ser absorbidos, y hasta ese momento permanecen en el intestino con el peligro de causar una diarrea osmótica, lo que puede ser catastrófico en un ave debilitada. Esta solución tampoco contiene electrolitos ni aminoácidos.



4. GATORADE (Stokeley-Van Camp)



INGREDIENTES: Sucrosa, glucosa, ácido cítrico, clorhidrato sódico, citrato sódico, fosfato sódico, citrato potásico, saborizantes naturales, colorantes.



VENTAJAS: Excelente fuente de glucosa, sodio, potasio y agua de absorción rápida. Se puede obtener fácilmente en la mayoría de las tiendas de alimentos. Se utiliza con frecuencia en hospitales. Puede diluirse en caso necesario. También en forma de polvo soluble, fácilmente almacenable.



DESVENTAJAS: No contiene aminoácidos para reforzar el transporte de glucosa a través de la pared intestinal. La sucrosa es un disacárido que debe digerirse antes de ser absorbido. Contiene aditivos artificiales.



5. AZUCAR DE MESA + AGUA



VENTAJAS: Se obtiene fácilmente en tiendas de alimentos. Fácil de preparar. Económico.



DESVENTAJAS: Contiene solamente sucrosa, que debe romperse en glucosa y fructosa antes de ser absorbido. Puede permanecer en el intestino. No contiene electrolitos o aminoácidos nutritivos que refuercen la absorción de glucosa.



La solución rehidratante ideal debe tener las ventajas de las soluciones descritas con un mínimo de desventajas. La solución debe ser: fácil de conseguir, relativamente económica, fácil de preparar y de almacenar. Debe ser una excelente fuente de agua, dextrosa (o glucosa), electrolitos (especialmente sodio), aminoácidos y bicarbonato.



Productos comerciales: Hay tres productos comerciales hechos especialmente para rehidratación por vía oral y que pueden mantener al animal durante varios días: Life-Guard Oral (Laboratorios Norden), Ion-Aid (Laboratorios Diamond), Biodiet (al 8% para aves). Los tres pueden conseguirse normalmente a través de clínicas veterinarias o de mayoristas de productos para veterinaria (en los E.U.A.).



Productos caseros: De las soluciones evaluadas, solo dos se pueden considerar como excelentes rehidratantes orales: 2 1/2 Dextrosa + Ringer-Lactato, y Gatorade. Ninguna de las dos contiene aminoácidos, por lo que hay que añadir un suplemento en polvo (se puede conseguir en la mayoría de las tiendas de alimentos en los E.U.A., pudiendo existir productos similares en Europa).



Como una nota aparte, "Super Yeast" (levadura en polvo) Fórmula 300 (Plus Products), parece ser uno de los mejores productos a utilizar como agregado a las fórmulas rehidratantes orales, ya que proporciona una amplia variedad de aminoácidos de origen vegetal (en lugar de origen lácteo), no está azucarado, no contiene aditivos sintéticos y es una buena fuente de vitaminas. Se puede conseguir en la mayoría de los establecimientos de productos naturales (en las tiendas de alimentos). Además de esto, es muy recomendable añadir un complejo vitamínico (grupo B, A, C, D, E) líquido, en la solución. Pueden añadirse también antibióticos si están indicados.



En resumen, se recomienda utilizar Gatorade porque es más económico y porque puede conseguirse en forma de polvo, lo que permite hacer la mezcla fresca cada día y almacenarlo cómodamente. La solución siempre puede diluirse según convenga.

Se debe calentar la solución a temperatura corporal (392 C) antes de administrarla.



La fórmula más comúnmente utilizada es:



1 Paquete de Gatorade de 438 g.

2 litros de agua

1/2 cucharada de Super Yeast por cada 50cc de solución

2 cc de gotas de vitaminas Hi Vite o Avitron por cada 50 cc de solución



Esta mezcla proporciona los ingredientes más importantes para una absorción máxima (agua, glucosa, sodio, potasio, aminoácidos), así como una amplia variedad de aditivos nutricionales (vitaminas, minerales). Clínicamente, el resultado de este preparado ha sido bueno. La solución debe prepararse y administrarse inmediatamente, ya que los polvos de levaduras tienden a sedimentarse y a bloquear la sonda. Se puede mantener un ave 1 ó 2 días con esta solución como único alimento. Si para entonces el animal sigue sin alimentarse por sí mismo, se puede suministrar un puré basado en los alimentos naturales de la especie a la que pertenezca, suplementado con un preparado multivitaminico. Si no se puede conseguir el alimento natural del ave, existen fórmulas humanas y veterinarias en polvo o forma líquida (Gevral Protein Suplement, Tiger Milk, Soyalac, Neo-Mulsoy, etc.). A continuación se presentan algunas fórmulas de substitutos orales para la alimentación forzada de las aves.





MEZCLA BASICA PARA AVES-RAPACES



3 Cucharadas soperas de Nutrical (Suplemento vitamínico/graso para gatos)

1 frasco de alimento para bebés de carne de ternera (res)

1/2 taza de Dextrosa 50%

1/2 cucharadita de un suplemento vitamínico pediátrico



Mezclar en una licuadora y servir a la temperatura corporal (aprox. 40.2 C)



Para utilizarse en otro tipo de aves, agregar 1/2 taza de cereal para bebé alto en calorías (Cerelac), a la fórmula.



MEZCLA ALTA EN CALORIAS



Para aves en estado de caquexia avanzada.



3 cucharadas soperas de Nutrical

1 frasco de alimento para bebés de carne de ternera (res)

1/2 taza de cereal para bebés rico en calorías (Cerelac)

1/2 taza de Dextrosa 50%

1/2 taza de aceite de maíz

2 cucharadas soperas bien colmadas de Gevral (suplemento protéico)

1 lata de Isomil concentrado (proteína de soja)

1/2 cucharadita de suplemento vitamínico pediátrico



Mezclar en una licuadora y suministrar a temperatura ambiente.





MEZCLA PARA AVES PISCIVORAS



1 parte de puré de pescado (“macarela”, quitar piel y espinas, triturar con 1/2 cucharada de aceite de maíz y colar bien fino)

3 Cucharadas soperas de Nutrical

1/2 taza de Dextrosa 50% (si es necesario)

1/2 cucharadita de un suplemento vitamínico pediátrico

1 cucharadita de harina de hueso

1/4 cucharadita de tiamina en polvo

4 gotas de vitamina E



Mezclar en una licuadora. Se pueden añadir 50 cc de un puré fino de ostras (o almejas) para aves que se alimentan de crustáceos, como los patos marinos.





MEZCLA PARA AVES INTOXICADAS POR PETROLEO



Proteína de soja (Isomil, Neo-Mul-Soy) 60%

Arroz o cereales para bebés ricos en proteínas 35%

Suplemento electrolítico en polvo con Ca, Cu, Co, Mn, K, Na, Zn 1%

Vitamina A 1500 UI

Vitamina K 2 mg/lOOg

Suplemento vitamínico pediátrico soluble! 0.05%*

(* instrucciones del fabricante)



Puede utilizarse para cualquier ave que presente sangre en heces.





Administración de líquidos por vía subcutánea.



Este método está indicado cuando los animales son incapaces de guardar el equilibrio, presentan colapso venoso o vomitan. También está indicado en aquellos animales que comienzan a recuperarse y en los que ya no es preciso utilizar la vía endovenosa. En estos casos, el peligro de regurgitación y la subsiguiente aspiración descarta la administración por vía oral como un sistema seguro.



Se pueden utilizar 4 puntos de inyección: la cara interna de las alas y los pliegues de piel que se forman entre los fémures y la pared abdominal (espacio inguinal). Se inserta una aguja del calibre 22 ó 25 justo bajo la piel hasta crear una pequeña burbuja, entonces se inserta algo más lejos para depositar el resto. Se deben administrar no más de 5 cc en cada ala en aves del tamaño de un halcón de cola roja y 15 cc en cada espacio inguinal. La absorción tiene lugar a las pocas horas. Los líquidos deben calentarse antes de ser inyectados, y ser estériles e isotónicos. Puede utilizarse Ringer-lactato o Dextrosa 5%.





Administración de líquidos por vía intravenosa.



Este método está indicado en la mayoría de los casos como inicio de la terapia de apoyo. Pueden suministrarse soluciones isotónicas, hipotónicas y, con cierta precaución, hipertónicas. También puede suministrarse cualquier compuesto en solución acuosa indicado en la terapéutica inicial o de choque en mamíferos suministrable por vía endovenosa. Las venas utilizadas comúnmente son la basilar (o cefálico-humeral) del ala, la tarso-metatarsiana, y la vena yugular derecha. Esta última se prefiere a la vena yugular izquierda debido a su mayor tamaño. Todas las venas son superficiales y claramente visibles bajo la piel del animal una vez que se han mojado y hecho a un lado las plumas del área utilizando un poco de alcohol. En el capítulo 5 se describen los diferentes métodos para realizar la venoclisis en aves. El uso excesivo de alcohol disminuye el aislamiento térmico del animal y puede inducir a la hipotermia durante la anestesia.





Administración de líquidos por vía intraósea.



Este método ha sido desarrollado recientemente para utilizarse en aves en estado crítico o con colapso vascular. La vía intraósea ha sido utilizada en mamíferos desde la segunda guerra mundial. La técnica consiste en introducir una aguja espinal deshechable del calibre 20 de 6.35 cm. (Becton-Dickinson & Co., Franklin Lakes, N.J., 07417, U.S.A.) en la médula ósea del cúbito. Estas medidas son para un ave de aproximadamente un kilogramo de peso. La aguja espinal puede reemplazarse con una aguja hipodérmica del calibre 20 a 22 larga, siempre y cuando se tenga en cuenta que la luz de la aguja se puede ver obstruida por material óseo, y que la presión necesaria para aliviar la obstrucción puede ser mayor que con una aguja espinal. Por esta vía se pueden administrar desde líquidos parenterales hasta transfusiones de sangre completa. Deben evitarse soluciones irritantes o hipertónicas.





BIBLIOGRAFIA RECOMENDADA







EVALUACION CLINICA DEL GRADO DE HIDRATACION



+ Apariencia de los ojos y piel.

+Peso corporal.

+Hematocrito (PCV) y proteínas totales (TPP).

+Producción de orina y heces.

+Apetito.



Tabla 1: Evaluación clínica del grado de hidratación de un ave. (Clinical evaluation of dehydration in birds of prey).









RECOMENDACIONES CLINICAS PARA LA FLUIDOTERAPIA





Condición Fluido Vía





Admisión Electrolitos Oral

Coca-cola hervida 1-2 % p.v.

Pedialyte.



Anorexia Electrolitos Oral

(sin emesis) Suplemento calórico



Anorexia Solución salina Subcutánea

(Con emesis/alcalosis) Ringer-lactato Intravenosa

ClK Intraósea



Emanciación/anemia Ringer-lactato Intravenosa

(acidosis) Intraósea



Traumatismo con Ringer-lactato Intravenosa

hemorragia (acidosis) Intraósea



Otras enfermedades Ringer-lactato Intravenosa

(acidosis) Intraósea





Tabla 3: Indicaciones para la administración de fluidos en rapaces en emergencias clínicas. (Guideline for fluid administration in raptor emergency)





SIGNOS DE DESHIDRATACION



Porcentaje de deshidratación Signos clínicos



Menos del 5 % No detectable.



5% 6% Piel inelástica.

Pérdida de brillo de los ojos.



10% 12% Pellizco en la piel se mantiene.

Extremidades frías.

Depresión.

Taquicardia.

Membranas resecas.

Piel oscurecida.

Ojos almendrados.



12% 15% Depresión extrema.

Shock.

Próximo a la muerte.





Tabla 2: Signos clínicos de deshidratación en rapaces. (Clinical signs of dehydration in raptors).





CALCULO DE LAS NECESIDADES DE FUIDOS



1. Cálculo de las necesidades para la rehidratación



Déficit de fluidos = peso (gr) X grado deshidratación (decimal)



2. Cálculo de las necesidades para mantenimiento:



Necesidades de mantenimiento = 20- 30 ml / Kg p.v.



3. Administración:



+ En las primeras 12 horas, la mitad del déficit

+ La dosis inicial administración IV rápida

+ El resto de la mitad del déficit y las necesidades para mantenimiento en las siguientes 48 horas.





Tabla 5: Fluidoterapia de reemplazo. (Replacement therapy).









VIAS DE ADMINISTRACION DE FLUIDOS



vía Usos



ORAL Soluciones hipertónicas.

Mantenimiento de pacientes convalecientes.



SUBCUTANEA Deshidratación leve.

Pacientes difíciles.

ClK, bicarbonato, cloruro de amonio. Pacientes con emesis.

Venas inutilizables.



INTRAVENOSA Preferida en cuidado intensivo.

Reemplazo de déficits.

Inicio de la terapia de mantenimiento. Administración en dosis altas (bolus).



Tabla 4: Indicaciones en las vías de administración de líquidos. (Routes and indications for fluid administration).







EJEMPLO PRACTICO DE REHIDRATACION EN UN AVE DEBILITADA





Paciente: Hembra-de ratonero común (Buteo buteo)

Presentación: Fractura abierta de húmero por disparo.

Datos clínicos: PCV= 28 %; TPP= 2.6 mg/dl; P.V.= 1.200 gr; Hidratación= 10 % deshidratación.



1. Cálculo del déficit:



a. Déficit de fluidos: 1.200 gr X 0.10=120 ml.

b. Mantenimiento = 30 ml / día



2. Primeras 24 horas:



Déficit = 30 ml

Mantenimiento = 30 ml

Total = 60 ml

Administrar 20 ml IV 3 veces al día.



3. 48 horas:



Déficit = 30 ml

Mantenimiento = 30 ml

Total = 60 ml

Administrar 20 ml IV 3 veces al día.

Comienzo de alimentación sin residuos (30 gr/kg de carne)

Proporcionar suplemento calórico.



4. 72 horas:



Déficit = 30 ml

Mantenimiento = 30 ml

Total = 60 ml

Administrar 20 ml IV 3 veces al día.

Aumentar el alimento sin residuo (60 gr/Kg)

Mantener suplemento calórico.



5. 96 horas:



Fluidos de mantenimiento en 2 dosis al día.

Alimentación oral según el vigor del animal. Aumentar volumen y tipo de alimento hasta lo normal.





Tabla 6: Ejemplo de fluidoterapia. (Sample fluid therapy problem).







PROTOCOLO DE EMERGENCIAS EN AVES RAPACES



1. Administrar al ave complejo vitamínico B en la admisión diariamente hasta que coma.



2. Administrar esteroides en todo ave shocada o con lesiones en la cabeza u otro traumatismo. Dar una dosis inicial alta. Reducir la dosis en los días posteriores. Utilizar esteroides sólo durante 13 días. Los problemas neurológicos necesitan terapias más prolongadas.



3. Iniciar la terapia con antibióticos si hay fracturas o lesiones en tejidos blandos.



4. Alimentar con sonda a aves debilitadas, al menos los tres primeros días.



5. Determinar PCV y TPP.



ó. Iniciar fluidoterapia en todas las rapaces debilitadas o débiles, incluso después de la cirugía.



7. Iniciar fluidoterapia subcutánea en todas las aves antes de la cirugía a dosis de mantenimiento. Administrar 24 horas antes de la cirugía y cada 12 horas de forma que la última dosis sea justo antes de la cirugía.



8. Evitar administraciones repetidas de antibióticos vía IM.



9. Pesar todas las aves diariamente.
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Notapor parabuteo_unicitus » 07 Mar 2006, 23:28

no sé si te vale esto, creo que lo unico de mas que vas a encontrar en los libros son dibujos y como mucho fotos, de todas maneras ahora mismito sale al mercado una publicacion de 3250 paginas con fotografias a todo color y bien explicadas sobre anatomia patologia de aves de presa, revisado por el Rector de la facultad de veterinaria D. Jorge Oros una eminencia en el campo de anatomia patologica
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Notapor miguelito » 09 Mar 2006, 01:55

Muchas gracias por la información creo que más no se puede pedir, mi post inicial fue a consecuencia de haber visto un dia a un hembra de harris picando sobre una hembra de azor iberica, y casi dejarla sin ojo, despues de ver esto, me pregunte ,que haría yo con mi pajaro si me ocurriera esto, o algo similar, como infecciones,golpes,lesiones, pues no sabes como reaccionar, es en ese momento cuando te planteas que hacer, que le tienes que dar, en fin tener algo de conocimiento sobre el tema ya que muchos veterinarios la verdad sea dicha no tienen ni p...idea de aves y menos de rapaces. gracias por la documentación.

Un saludo, Miguel SAnchez
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Notapor miguelito » 09 Mar 2006, 02:12

ah, se me olvidaba avisa cuando salga el libro y donde podemos comprarlo, creo que será de gran ayuda.

saludos.
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Notapor neo_esp2001 » 09 Mar 2006, 09:42

Con un azor en el puño... veremos a ver si te da tiempo para revisar 3000 paginas de nada......

Venga... nos vemos miguel.

Un saludo.
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Notapor parabuteo_unicitus » 09 Mar 2006, 11:06

el libro va mas bien para los veterinarios para que se especialicen un poco mas, y cuando vayamos a ellos sepan lo que hacer y no vayan a tientas que eso da mucha rabia
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Notapor parabuteo_unicitus » 09 Mar 2006, 11:07

Introducción

La medicina aviar como especialidad continúa evolucionando, y con esta evolución aparece un aumento del interés en una variedad de subespecialidades órgano-específicas involucradas en el manejo clínico de aves de compañía y de aviario. Los objetivos de este artículo son 1) repaso de la anatomía básica del ojo de las aves, 2) discutir el examen oftalmológico y los procedimientos de diagnóstico, y 3) dar una visión general de los procesos oftalmológicos que afectan a las aves de compañía, con énfasis en las psitácidas. Las primeras dos secciones se discutirán en la primera parte, mientras que las enfermedades oftalmológicas serán repasadas en la segunda parte.





Anatomía del ojo de las aves



Anexos

Los párpados de las aves son finos y algunas veces transparentes. El párpado inferior normalmente tiene una lámina fibroelástica tarsal.1 Las glándulas de Meibomio están ausentes.2 La conjuntiva es morfológicamente similar a la de los mamíferos. Aunque no documentado en aves de compañía, un tejido linfoide asociado a la conjuntiva ha sido caracterizado en pollos; este tejido probablemente está asociado a inmunidad local.3,4 La membrana nictitante está bien desarrollada y es de movimiento activo. En muchas especies de aves, esta estructura está localizada en el aspecto dorsonasal del ojo por encima de la córnea, y se mueve por la contracción del músculo piramidalis o piramidal, que tiene su origen en la esclerótica posterior.5 El tendón del músculo piramidalis gira alrededor del nervio óptico a través de un cabestrillo formado por el músculo quadratus o cuadrado. Los dos músculos están inervados por el VI par craneal.6 No hay ninguna glándula propia de la membrana nictitante; sí hay una glándula lacrimal inferotemporal al globo, y una glándula de Harder está adyacente a la esclerótica posterior, cerca de la base de la membrana nictitante, pero no como parte de esta. Los músculos extraoculares oblicuo y recto son delgados y están poco desarrollados, y ningún grupo de músculos retrobulbares verdaderos está presente. Movimientos de la cabeza son los que compensan la poca movilidad del globo ocular. Dos puntos lacrimales drenan secreciones al conducto nasolacrimal y a la cavidad nasal.

La órbita de las aves es grande e incompleta.5,7 Los senos paranasales del cráneo de un ave (en especial el seno infraorbital) están normalmente involucrados en enfermedades respiratorias de vías altas y, debido a su proximidad con la órbita, pueden acabar involucrados en enfermedad orbital secundaria y enfermedad del globo.



Globo

Existen tres tipos de formas de globos: planos, tubulares, y globulares. La forma está dictada por la presencia de cartílago en la esclerótica posterior y por los osículos esclerales, los cuales reposan caudales al limbo como una serie de membranas óseas imbricadas.5 En psitácidas y paseriformes, que normalmente tienen cráneos estrechos, la forma típica del globo es la plana, con una longitud antero-posterior corta y con segmentos posteriores del hemisferio relativamente grandes.



Segmento anterior

La córnea de las aves es más fina que la de los mamíferos y tiene una capa de Bowman (membrana limitante anterior consistente en una fina capa de estroma condensado) por debajo del epitelio, similar al de la córnea humana.5 El iris contiene pigmentos lipocromos, que varían de color entre aves de diferentes especies, edad y sexo. La musculatura del iris de las aves está compuesto principalmente por fibras de músculo estriado, con cantidades variables de fibras no estriadas.9 El músculo estriado permite que la función pupilar esté parcialmente bajo control voluntario.5 La lente del cristalino está rodeada por una cápsula que contiene un epitelio metabólicamente activo en su porción anterior.10 La región ecuatorial contiene una almohadilla anular que no es ópticamente activa pero que puede tener una función nutritiva. El córtex o córtice y el núcleo abarcan la mayor parte del tejido. En las aves, el proceso de acomodación tiene mucha más variación interespecífica e intervienen una combinación de cambios en la curvatura córneal, movimiento anterior y deformación de la lente.10



Segmento posterior

El humor vítreo de las aves es comparable al de los mamíferos. La anatomía del fondo ocular de las aves, en cambio, es única en muchos aspectos. La retina es atapetal (no poseen tapetum lucidum) y avascular, nutrida primariamente por la membrana coroides, que se encuentra localizada bajo la retina. El pecten, una estructura tipo abanico altamente pigmentada y vascularizada, se proyecta en el humor vítreo desde la cabeza del nervio óptico.11 Esta estructura tiene varias supuestas funciones; muchos investigadores creen que funciona para la nutrición retiniana aciliar (independiente de los cuerpos ciliares).12 Bastones y conos fotoreceptores están presentes en la retina de las aves, conteniendo los conos gotitas de aceite. Aunque su función exacta sea desconocida, se cree que estas gotitas filtran la luz que entra en los conos.13 Un área centralis (región de alta densidad en conos) está normalmente presente, pero la presencia y número de fóveas (un foso retinal donde las capas más internas de la retina se han echado a un lado para permitir la estimulación de los conos por la luz directa) es especie dependiente.5 Como se ha indicado anteriormente, la cabeza del nervio óptico se encuentra situada por debajo del pecten, lo que oscurece su visión oftalmoscópica. En las aves, hay un 100% de decusación del nervio óptico.



Examen Ocular y Técnicas Diagnósticas

Anamnesis y examen físico

Realizar una buena anamnesis en la que se incluya la duración y las características del problema ocular es esencial. Hay que prestar especial atención al apetito, la dieta, el manejo, transporte reciente o exposición a otras aves, enfermedades anteriores y signos concurrentes de enfermedad sistémica (tipo y color de las heces y uratos; calidad de las plumas, pico y piel; prurito; cambios de comportamiento). Muchos de los signos clínicos de las enfermedades primarias oftalmológicas (hiperemia conjuntival, descarga ocular, uveitis anterior, exoftalmia) pueden acompañar a enfermedades sistémicas infecciosas o no infecciosas, por lo que uno debe examinar el ojo siempre fijándose en el estado físico general. Por esta razón, las pruebas hematológicas y los análisis bioquímicos del plasma son componentes estándar de los datos básicos en casos de aves que presentan problemas oftalmológicos.

En general, las técnicas de examen oftalmológico utilizadas en otros animales, como la tinción con fluoresceína, examen citológico, cultivos bacterianos y fúngicos, y tonometría, pueden utilizarse en aves, con el factor limitante en algunos casos del pequeño tamaño del ojo. Para ser consistente y preciso, es mejor aplicar un método sistemático para el examen ocular, siendo el mismo para todas las especies. Antes del examen focalizado o enfocado, se debe examinar la apariencia general de la cabeza y de la región periocular. Evaluar la posición ocular, movilidad y simetría del globo, así como tamaño y simetría de las pupilas. Se debe observar el estado de las plumas perioculares y buscar indicios de descarga ocular, incluyendo descarga de los ollares o nostrilos, lo cual puede indicar que el tracto respiratorio superior está también relacionado con el problema.



Evaluación de la visión y la función de los nervios craneales

En las aves, el valorar la visión puede ser todo un reto. Muchas aves tienen un comportamiento de no confrontación o desplazamientos de la membrana nictitante más que una respuesta de amenaza, que es fácil de obtener en muchos mamíferos de compañía. Pérdida unilateral de visión está algunas veces asociada con posturas anormales o ladeos de la cabeza.14 Algunas aves se fijarán en un objeto de color brillante y seguirán su movimiento. El movimiento de los párpados y su funcionalidad pueden ser evaluados con un golpecito suave en la parte lateral o medial de la región periocular. Se puede realizar mediante un toquecito suave con la yema del dedo o con un hisopo. Un hisopo también puede ser utilizado para valorar la sensación corneal: estirando una hebra del algodón para cosquillear la córnea, acercándose lateralmente al ave (para no estimular la visión). Las aves no tienen músculos de expresión facial;15 el músculo obicularis oculi está documentado como inervado por la rama mandibular del V par craneal.16

El reflejo pupilar a la luz se puede obtener en las aves, pero su interpretación se complica por el hecho de que la constricción y dilatación pupilar pueden ser voluntarias, incluso sin una estimulación retinal directa. Debido a que los nervios ópticos se decusan completamente, un reflejo consensuado a la luz no es anticipado.17 La respuesta aparente observada en el ojo contralateral ha sido atribuida a la estimulación indirecta de la retina contralateral a través del fino hueso orbital. Sin embargo, esta teoría ha sido recientemente desafiada por la observación de que 13 de 18 gallinas con una sección unilateral experimental del nervio óptico no exhibieron una respuesta directa en el ojo operado pero sí una respuesta indirecta. Los ojos no operados mostraron respuestas directas pero no indirectas.18

Un examen más preciso del ojo de las aves requiere de una contención cuidadosa, una fuente de luz focal brillante, e idealmente algún método de magnificación. Un ave puede ser contenida con una toalla enrollada bajo el cuello y alrededor de las alas; el que aguanta al ave puede sostener la cabeza por la base del cráneo para tener una mayor estabilidad de la cabeza. Si una contención provoca estrés, puede ser necesario el uso de anestesia inhalada para facilitar el examen.









































Figura 1: Toma de muestra del fórnix conjuntival dorsal de una cacatúa para cultivo bacteriológico.



Evaluación de la producción de lágrimas

Williams da como datos del test de Schrimer 8 ± 1.5 mm (media + - DS) en grandes psitácidas como el loro gris africano (Psittacus erithacus) y 4 ± 1 mm en pequeñas especies como loris y coenuros ( las tiras estándar de 6 mm se recortan a 4 mm para facilitar su uso en las pequeñas bolsas conjuntivales).8 La producción de lágrimas también puede ser estimada por el test de rojo fenol, que ha sido recientemente valorado en perros.19 Aunque este test aún no ha sido evaluado de forma crítica en aves, el menor tiempo requerido para realizar el test y el fino calibre del hilo pueden hacer de éste un método apropiado para comparar resultados entre aves de la misma especie. Siempre realizar los test de lágrimas antes de aplicar cualquier sustancia en la superficie ocular.



Cultivos

Muestras para cultivos y determinación de sensibilidad antibiótica deberán ser tomadas antes de aplicar ningún anestésico tópico. La conjuntiva del párpado superior, que es menos móvil, es la recomendada para tomar muestras con mayor facilidad (Figura 1); Las muestras de la córnea deben ser tomadas del centro y de los márgenes de la región afectada. Hisopos pequeños de rayón o de algináto de calcio (p.e. Mini-tip, Becton Dickenson Microbilogy Systems, Cockeywsville, MD, USA, o Calgiswab, Spectrum Laboratories, Dallas, TX, USA) son más compatibles con la pequeña anatomía del ojo de las aves y son mejores que los grandes a la hora de evitar que se contaminen con los márgenes de los párpados o la piel facial. Las muestras tomadas con torundas pueden cultivarse en un medio apropiado para bacterias y hongos inmediatamente. Si va a haber un retraso entre la toma de muestras y el cultivo, asegurarse de que la muestra se guarde en un medio de transporte húmedo. Intentos de aislar Chlamydia o Mycoplasma puede requerir de mayor cuidado en el manejo y en los requerimientos de crecimiento. Antes de tomar las muestras, contactar con el laboratorio para recomendaciones específicas en el envío de muestras.

En un estudio de la flora conjuntival del ojo de 117 aves exóticas (5 ordenes) cautivas y clínicamente normales se aislaron bacterias en el 83% y hongos en el 14% de los animales.20 En psitácidas, Staphylococcus o Corynebacterium fueron las especies predominantes identificadas, mientras que en las aves no psitácidas, una población bacteriana mixta era más común. Organismos Gram-negativos fueron aislados con más frecuencia en Struthioniformes y Anseriformes; este hecho puede estar relacionado con los hábitos alimentarios y el ambiente de estos órdenes. Mycoplasma no fue detectado, pero los autores comentaron que el método podría no haber sido el adecuado. El examen citológico de las células conjuntivales de las aves seleccionadas no revelaron inclusiones de Clhamydia; Sin embargo, el número de aves examinadas no fue precisado.



Examen del segmento anterior

El segmento anterior del ojo puede ser examinado con magnificación (p.e, una lupa de cabeza o unas lentes de magnificación) y una fuente de luz brillante (p.e, un transiluminador Finhoff, un otoscopio de cabeza, o, idealmente, una lámpara de hendidura o el rayo partido de un oftalmoscopio directo). El párpado inferior es mucho más móvil que el superior. La membrana nictitante es muy móvil y es la responsable de repartir la película lacrimal por la córnea. La membrana nictitante es de clara a moderadamente opaca, dependiendo de la especie, y se mueve rápidamente a través de la córnea. Cuerpos extraños pueden quedar atrapados bajo la membrana nictitante, provocando una irritación e inflamación considerables. El margen principal del tercer párpado puede sujetarse con un fórceps atraumático (p.e. un fórceps Graefe) para su examen. La córnea debe estar limpia y húmeda. La esclerótica no se puede observar en muchas aves debido a la estrecha inserción de los párpados en el limbo. Enfocando un fino rayo de luz en la córnea y observando entonces cualquier dispersión de luz en la cámara anterior es el método utilizado para valorar la claridad de la cámara. La apariencia del iris varía entre las diferentes especies, pero debe tener una textura suave y uniforme. La vasculatura del iris es extensa pero puede estar oscurecida por los pigmentos.5 La superficie anterior de la lente es casi plana en psitácidas; debe ser suave y ópticamente limpia.

Las pupilas de las aves no pueden ser dilatadas con medicamentos; sin embargo, parece que hay diferencias entre especies así como sensibilidades a la absorción sistémica aparente de estas sustancias.9 En un estudio con cacatúas (Cacatua sp.), loro gris africano, y amazonas de frente azul (Amazona aestiva), fueron evaluados varios medicamentos tópicos autónomos y curariformes con y sin agentes de superficie.9 Vecuronium ó vecuronio (1 gota seguida de 1 gota 2 minutos después de una solución de 0.8 mg/ml de 0.9% NaCl) sin la administración de agentes penetrantes de superficie en un ojo produjo una dilatación pupilar más consistente y grande en las tres especies, con mínimos efectos secundarios.9 Cuando un agente de superficie (1% saponina) fue añadido al vecuronium, una cacatúa tuvo un colapso y murió antes de que se le pudiera administrar la neostigminia. Este resultado fue atribuido a la absorción sistémica aumentada de vecuronium provocada por el agente de superficie, ya que el mismo paciente no desarrolló efectos secundarios sistémicos cuando se le dio la misma dosis de vecuronium sin la saponina. Se recomienda monitorear la respiración , y se debe tener una anticolinesterasa (p.e. neostigminia) para administrarse inmediatamente vía endovenosa en el caso de darse una complicación. A menudo, la pupila se puede dilatar lo suficiente sólo oscureciendo la habitación y utilizando un nivel bajo de iluminación para examinar el fundus.14



Examen del segmento posterior

El cuerpo del vítreo debe ser transparente y estar formado. Hebras opacas del vítreo, hialosis asteroide, y sineresis (licuefacción del vítreo) pueden indicar una inflamación intraocular anterior. La retina de las aves es típicamente gris, con grados variables de pigmento y matices rojizos asociados a la coroides que se encuentra por debajo. El pecten fuertemente pigmentado, con forma de acordeón, se posa sobre la cabeza del nervio óptico, oscureciendo su visualización. El segmento posterior puede ser examinado por oftalmoscopía directa o indirecta. Los mejores resultados se obtienen mediante oftalmoscopía indirecta con una fuente de luz focal y una lente condensadora (una 28D, 30D, 40D, 60D, o 90D, pueden ser útiles, dependiendo del tamaño del ojo).



Evaluando la presión intraocular

El uso del tonómetro de Schiotz es sólo conveniente en grandes aves, e incluso entonces el instrumento puede ser molesto para el examinador y estresante para el animal. El Tonopen (Tonopen-XL, Mentor O&O, Norwell, MA,USA), un tonómetro de aplanación, ha demostrado que puede dar lecturas en ojos con un diámetro corneal mínimo de 9 mm (p.e. el ojo de un loro amazonas)21 (Figura 2). Con diámetros corneales de 5 mm (p.e, el ojo de una carolina) a 9 mm, la lectura resulta limitada, y con diámetros corneales inferiores a 5 mm (p.e, el ojo de un periquito), las lecturas no son fiables. En una serie de exámenes tonométricos en 275 aves con ojos sanos, los datos de presión intraocular fisiológica, tomados con Tonopen, fueron entre 9.2 y 16.3 mm Hg. Se deben aplicar anestésicos tópicos sobre la superficie corneal de 10 a 15 segundos antes de medir la presión intraocular. De forma alternativa, la presión intraocular puede ser estimada presionando levemente una torunda de algodón húmeda contra la córnea anestesiada.14 En un ojo normal, la córnea cederá sólo un poco (1-2 mm) y de forma simétrica con el otro ojo, mientras que con hipotonía (asociado con uveitis), la córnea cederá mucho más. Presión intraocular aumentada también puede ser estimada con este método, y los resultados pueden acompañarse por otro tipo de indicadores de glaucoma.







































Figura 2. La presión intraocular puede estimarse de manera confiable con un tonómetro de aplanado (Tonopen-XL, Mentor O&O, Norwell, MA, USA) en aves de tamaño mayor (ej: aquellas con diámetros corneales de >9mm) después de administrar un anestésico tópico.



Examen citológico

Los casos en que está indicado un examen citológico incluyen conjuntivitis y úlceras corneales que van acompañadas de un infiltrado inflamatorio. También masas perioculares, como aquellas que impliquen los senos o los párpados, deberían ser aspiradas para ser examinadas. Para obtener una muestra conjuntival, la superficie palpebral del párpado superior es de más fácil acceso. Una gota de anestesia tópica debería administrarse de 15 a 20 segundos antes de tomarse la muestra, y cualquier exceso se puede retirar con una torunda de algodón. Las células de la conjuntiva o de la córnea se pueden debridar fácilmente con una espátula estéril de platino Kimura (Storz, St. Louis, MO). De forma alternativa, un pequeño cepillo estéril puede ser utilizado para exfoliar células conjuntivales o corneales.22 Las células obtenidas se depositan sobre un porta; las células se fijan y tiñen para el examen citológico.



Imágenes

La anatomía radiográfica del cráneo de una psitácida ya se ha descrito anteriormente.7,23 y la radiología es un buen método de evaluación de la órbita y osículos escleróticos en busca de fracturas, inflamaciones sospechosas o lesiones neoplásicas de los huesos o de algún seno. Los ultrasonidos nos pueden permitir examinar el ojo en caso de opacificación corneal o de las lentes, así como para delimitar lesiones retrobulbares.24



Electrodiagnóstico

El electroretinograma, que nos indica la funcionalidad de los fotoreceptores retinales, ha sido evaluado en pollos y rapaces.25,26 Sin embargo, aún no se han establecido valores de referencia para psitácidas. Como en los mamíferos, la indicación primaria para una electroretinografía es para determinar la degeneración retinal de los fotoreceptores como causa de una disfunción visual y para asesorar sobre la función retinal antes de una cirugía de cataratas.



Consideraciones prácticas para cirugías oftalmológicas en las aves

Se requiere anestesia general para la mayoría de los procedimientos quirúrgicos del ojo y de sus anexos. De especial consideración es la depresión cardíaca asociada con la manipulación del globo. El reflejo oculocardíaco ha sido recientemente documentado con secuelas fatales en una carolina,27 cuyo ejemplo ilustra la importancia de este fenómeno en las aves. El reflejo oculocardíaco se manifiesta como un reflejo trigémino-vagal, con la vía aferente extendiéndose por la rama oftálmica del nervio trigémino hasta los ganglios de Gasser. La ruta eferente va a través del nervio vago y termina en el músculo cardíaco, donde enlentece el ritmo del sinus y disminuye la conducción y contractibilidad.28 Para prevenir una depresión cardíaca debida a este reflejo, se debe manipular el ojo de forma discontinua, dar una presión de ventilación positiva y administrar un agente anticolinérgico intravenoso.

Incluso una máscara facial pequeña puede impedir el acceso a la región ocular y periocular durante la cirugía; así pues, se recomienda intubación endotraqueal. En aves, la perfusión anestésica en los sacos aéreos puede ser una alternativa para las cirugías oculares. La principal ventaja de ésta vía de administración incluye el disponer de un acceso libre a la cabeza para procedimientos en el ojo y mantener o disminuir la presión intraocular.29 La perfusión anestésica en los sacos aéreos consiste en una perfusión retrógrada del sistema de sacos aéreos pulmonares a través de un catéter de percusión en el saco aéreo torácico caudal izquierdo. Se recomienda monitorear la oxigenación mediante un pulsioxímetro, ya que la perfusión en los sacos aéreos causa una apnea reversible debido a que la reducción de la presión parcial de dióxido de carbono corta la estimulación del centro respiratorio.

Procesos quirúrgicos habituales incluyen extracción de masas perioculares, enucleación,8,30 evisceración,31,32 irrigación de los senos,33 y reparación de laceraciones que incluyan los párpados o la membrana nictitante. La selección adecuada, cuidado, y uso de instrumentos oftálmicos es vital para el éxito de la cirugía, habiéndose revisado este tema recientemente.34 Para obtener resultados óptimos, utilizar magnificación (X4 – 10), manipular los tejidos con cuidado y de manera precisa con instrumentos para esos cometidos, y utilizar material de sutura (6-0 o menor) apropiado para el tejido que se va a reparar. Los principios básicos de la cirugía de la región periocular en aves son similares a los seguidos en grandes animales; sin embargo, lo esencial es minimizar las pérdidas de sangre. El uso de torundas de algodón, esponjas absorbentes de celulosa ( Weck-Cel, Xombed Surgical Products, Jacksonville, FL, USA), espuma hemostática (Gelfoam, Upjohn, Kalamazoo, MI,USA), y un radiocauterio bipolar pueden ser de ayuda en caso de pérdida de sangre. Un láser quirúrgico de CO2 (Accuvet CO2 Surgical laser, Luxar-ESC Medical, Bothell, WA, USA) ha sido desarrollado para ser utilizado en procesos quirúrgicos de aves, incluyendo la excisión o vaporización de masas en los párpados.35 El láser de CO2 corta mientras cierra los vasos, y gracias a la habilidad para ajustar la fuerza e intensidad de la energía, nos asegura un mínimo daño colateral de los tejidos vecinos. Cinco vatios proporcionados con una punta de 0.3 mm (para cortar) o con una punta de ablación de 0.8 mm al 40% de potencia (para vaporización) es lo recomendado para masas en los párpados. Una protección y lubrificación adecuada del ojo son necesarias durante la cirugía.
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Notapor parabuteo_unicitus » 09 Mar 2006, 11:08

Introducción


La mayoría de la literatura enfocada a la etiología y al manejo de las enfermedades oftalmológicas de las aves se encuentra en forma de casos clínicos individuales o pequeñas series de casos. Se pueden encontrar excelentes revisiones de las enfermedades oftalmológicas de las rapaces, aves de laboratorio y aves de producción.1-6 En la segunda parte de este informe, se revisan observaciones documentadas e investigaciones de enfermedades oftalmológicas de las aves, enfocadas a aves de compañía y a pájaros de aviario. [Nota Ed:”Oftalmología de las Aves Primera Parte: Anatomía, Exploración y Técnicas Diagnósticas” publicado en J. Avian Med Surg, 13(3):160-166.]





Anormalidades Congénitas



En aves de compañía, las anormalidades del desarrollo que afectan al ojo no se dan frecuentemente. Criptoftalmos se refiere a la condición en la que el párpado se encuentra de forma continua sobre la órbita, y, en su forma extrema, ni siquiera es visible el margen ciliar. Diferentes grados de criptoftalmos parcial han sido documentados en cuatro carolinas ( Nymphicus hollandicus).7 Intentos de crear una fisura palpebral de manera quirúrgica no tuvieron éxito en estas aves, retornando el tejido al estado pre-operativo en cuestión de meses. En una cacatúa (Cacatua Sp.) de 6 meses de edad, se consideró una causa congénita para la presencia de un simblefaron entre el párpado superior y el tercer párpado, con lagoftalmos y una queratitis resultante a la exposición.8 Una cantorrafía parcial lateral permanente resolvió la queratitis. Descarga ocular crónica ha sido documentada en una Cacatúa blanca (Cacatua alba) con atresia coanal y drenaje anormal de los conductos nasolacrimales asociado.5 Han sido documentados ectropion y queratopatía por exposición en carolinas.5





Enfermedades infecciosas e Inflamatorias



Enfermedades víricas, bacterianas, fúngicas, protozoarias y parasitarias causan lesiones oculares en una gran variedad de especies de aves. La presentación de la enfermedad puede variar (Fig.1), ya que estos agentes pueden producir únicamente una enfermedad oftalmológica local o manifestaciones oculares que resultan de infecciones sistémicas. Complementando la información diagnóstica del examen físico y tests sanguíneos, se puede obtener información del examen citológico, de los cultivos (bacterianos, fúngicos y virales) de tejidos afectados y del examen histológico o de la microscopía electrónica de las biopsias de éstos. Tests biológicos moleculares para detectar antígenos diana o ADN han sido desarrollados para una amplia variedad de agentes microbianos que afectan a las aves.





Infecciones víricas



El poxvirus aviar es una causa prevalente de enfermedad ocular en una gran variedad de especies de aves de compañía.9-14 Muchas de las variedades del virus existentes están adaptadas a varios huéspedes aviares, pero todas son consideradas variantes del Poxvirus avium.15 Los portales de entrada incluyen la piel y los tractos alimentario y respiratorio. Las lesiones oculares iniciales del poxvirus aviar se ven comúnmente a los 10-14 días post- infección e incluyen epífora y blefaritis. Las úlceras corneales son comunes y pueden progresar hasta la perforación. De 12 a 18 días después de la infección se forman costras secas alrededor del margen del párpado que pueden llegar a obliterar la fisura palpebral. Infecciones bacterianas o fúngicas secundarias pueden empeorar los signos clínicos, y las lesiones orales concurrentes pueden dificultar la alimentación, resultando en una pérdida de peso. El Poxvirus es contagioso, y brotes eporníticos han sido documentados en aviarios y estaciones de cuarentena.10 El diagnóstico se confirma mediante examen histopatológico, identificando vesículas intraepiteliales, hiperplasia de la epidermis e inclusiones intracitoplasmáticas eosinofílicas. El tratamiento con antibióticos tópicos y sistémicos se considera de apoyo y va dirigido a las infecciones secundarias. La limpieza cuidadosa del área periocular para retirar los restos secos de la descarga ocular debería ser seguido por la aplicación de una crema oftálmica antibiótica de amplio espectro. No se deberían retirar las costras que produce el poxvirus, ya que el tejido inferior sangrará. En los primeros estadios de la enfermedad, la terapia con vitamina A ha resultado clínicamente efectiva, reduciendo la severidad de la infección.13 Las secuelas de la infección por poxvirus incluyen cicatrices en los párpados y queratitis secundarias debidas a la abrasión mecánica o a la exposición; simblefaron; uveitis; cataratas; enoftalmos; ptisis bulbi; y epífora crónica por oclusión nasolacrimal puntual.

Han sido descritas otras manifestaciones oftálmicas causadas por diferentes virus. El virus reticuloendotelial ha sido implicado en la patogénesis del linfosarcoma orbital en pavo real (Pavo cristatus). Un virus tipo papiloma fue detectado mediante microscopía electrónica de biopsias realizadas a loros grises africanos (Psittacus erithacus) con blefaroconjuntivitis nodular proliferativa y lesiones cutáneas asociadas.17 Inclusiones de papovavirus fueron encontradas en los párpados de periquitos (Melopsittacus undulatus) con blefaritis.18 Un brote de conjuntivitis y casos respiratorios fue descrito en finches australianos, siendo identificadas partículas con las características ultraestructurales de un citomegalovirus en los tejidos afectados.19 Inclusiones de un tipo de adenovirus fueron identificadas en la conjuntiva inflamada de los riñones de agapornis (Agapornis personata) que fueron eutanasiados durante un brote epornítico.20 Al igual que en las infecciones de poxvirus, la terapia contra otras infecciones virales es de apoyo. Se recomienda aislar los individuos enfermos de los sanos, y cualquier nuevo individuo debe pasar una cuarentena antes de ser introducido en la colección. La vacunación es un tema controvertido.





































Figura 1. Un pionus (Pionus Sp.) con pérdida de plumas en la región periocular, blefaroespasmo y descarga serosa ocular. Después de que el ave fuese anestesiada para un examen oftalmológico, se hizo evidente una severa queratitis ulcerativa, presumiblemente secundaria a un trauma.



Infecciones bacterianas



Conjuntivitis, queratitis, blefaritis, uveitis e inflamación periocular asociada a sinusitis son las manifestaciones más comunes de infecciones bacterianas. Blefaritis estafilococócica y queratoconjuntivitis fueron diagnosticadas en un gran grupo de loros amazonas introducidos en Japón.21 En loros, queratoconjuntivitis por Clhamydia ha sido observada como una infección local así como en asociación con clamidiasis generalizada. 22 Mycoplasma gallisepticum23,24 y Haemophilus paragallinarum24 fueron aislados de finches comunes (Carpodacus mexicanus) con conjuntivitis. La terapia con fluoroquinolona tópica y tartro de tilosina oral ha sido notada como efectiva frente a aves afectadas de Mycoplasma gallisepticum.25 Una bacteria tipo Haemophilus fue aislada de la conjuntiva de una carolina con blefaritis unilateral y conjuntivitis severa.26 Especies de Mycoplasma han sido propuestas como causantes de conjuntivitis en carolinas,27 frecuentemente asociada con enfermedad respiratoria de vías altas y bajas. Las infecciones micobacteriales han sido asociadas con queratitis en loro de Maximilian (pionus maximiliani),28 inflamación retroorbital en loros amazonas de nuca amarilla (Amazona ochracephala auropalliata),29 y blefaritis en amazonas de frente roja (Amazona autumnalis).30 Sinusitis infraorbital crónica y supuración periorbital han sido asociadas con infecciones de Nocardia asteroides en otra amazona de frente roja (Amazona autumnalis).31 Una amazona común (A. Amazonica) con sinusitis desarrolló un absceso supraorbital bilateral.32 Se aisló Pseudomonas aeruginosa de las coanas y del absceso supraorbital. La uveitis formó parte de una septicemia causada por una especie de Staphylococcus coagulasa positiva en agapornis.

La terapia antimicrobiana puede ser efectiva en aves con una infección bacteriana, administrando el agente apropiado y si el ave se deja tratar (tópico, sistémico, o ambos). Las infecciones de los senos se pueden curar si se tratan a tiempo; sin embargo, las sinusitis crónicas son más problemáticas y puede llegar a ser necesario el drenaje y lavado de los senos. Esta técnica ha sido descrita con anterioridad.33







































Figura 2. Una cacatúa con una proptosis ocular traumática complicada por una infección secundaria con Aspergillus Sp. La solución fue la enucleación.





Infecciones micóticas



Manifestaciones oftalmológicas de enfermedades micóticas respiratorias o diseminadas han sido documentadas en aves de compañía y aviarios. La enfermedad intraocular y orbital asociada a cryptococccosis diseminada en una cacatúa de las Molucas (Cacatua moluccensis) fue verificada en la necropsia.34 Lesiones corneales y conjuntivales gris-blanquecinas fueron observadas en psitácidas infectadas por Candida albicans.35 Infecciones fúngicas oportunistas pueden complicar lesiones traumáticas en tejidos oculares (Fig.2).





Protozoos



Toxoplasma gondii ha sido identificado en el tejido ocular y del sistema nervioso central de canarios (Serinus canaria) con ceguera.36 Las lesiones oculares incluían coroiditis, desprendimiento de retina, neuritis óptica y miositis periorbital.





Parásitos



Las infecciones por Knemidokoptes pilae pueden causar lesiones escamosas proliferativas e hiperplásicas en el área periorbital del pico, cloaca y patas. La inmunosupresión selectiva y predisposición genética pueden estar asociadas con una infección.5 Los ácaros se pueden detectar mediante un raspado de piel. La terapia con ivermectina (diluida 1:8 en propylen glicol y administrada a 200 µg/Kg vía subcutánea u oral) normalmente resulta efectiva.27

Varios nemátodos han sido documentados como los causantes de infectar el tejido periocular de aves de compañía y de aviario. Un gusano translúcido de movimiento rápido fue detectado entre el globo y la membrana nictitante de un joven loro del Senegal (poicephalus senegalus) con un historial de blefaroespasmo unilateral y conjuntivitis moderada.37 Una sola aplicación de 0.125% de bromuro de demecarium, una inhibidor de la colinesterasa, fue utilizada para acabar con los gusanos, los cuales fueron extraídos del fórnix conjuntival mediante un lavado de solución salina estéril. Estos gusanos fueron identificados como Thelazia sp., y las moscas son consideradas los huéspedes intermediarios. Los nemátodos de Oxyspirura sp. pueden causar conjuntivitis, chemosis y prurito periocular en aves infectadas. El parásito, en su huésped intermediario, la cucaracha, es ingerido por el ave. Después de esto la larva migra desde el buche hacia el esófago, llegando al fórnix conjuntival por el conducto nasolacrimal. Los nemátodos de Oxyspirura han sido encontrados en astillas de madera38, y se han documentado como comunes en las cacatúas. Una única dosis de ivermectina tópica (rango de la dosis 0.005-0.05 mg) fue efectiva para eliminar nemátodos de Oxyspirura del saco conjuntival de pollos experimentalmente infectados. Por otro lado, la ivermectina no fue efectiva al administrarse por vía oral o intramuscular.





Deficiencias Nutricionales



Es común encontrar hipovitaminosis A en aves alimentadas únicamente con semillas. La conjuntiva y tracto respiratorio, así como otros sistemas corporales, se pueden ver afectados.39 La inflamación de los párpados puede estar causada por la hiperqueratosis de la conjuntiva, y una epífora puede ser resultado de la oclusión de los conductos nasolacrimales debido a un engrosamiento del epitelio. Estas superficies mucosas pueden ser más susceptibles a infecciones bacterianas, virales o fúngicas debido a la disminución de anticuerpos secretores (inmunoglobulina A). Otras causas, aparte de la causada por la deficiencia de vitamina A o sus precursores en la dieta, podrían asociarse con enfermedades del hígado o del páncreas. Una pobre absorción de los niveles adecuados de vitamina A en la dieta puede ser secundario a una enfermedad intestinal. Suplementos de vitamina A, ya sean orales o parenterales, se pueden incluir en el manejo de conjuntivitis, obstrucción nasolacrimal o sinusitis si la historia de la dieta hace sospechar o si hay otros indicios clínicos de deficiencia.



































Figura 3. Un loro amazonas con una masa verrucosa que se extiende desde uno de los márgenes de la membrana nictitante. Una biopsia por excisión, preservando el margen limitante de la membrana nictitante, llevó a un diagnóstico histológico de xantoma.





Neoplasia



Las neoplasias relacionan una variedad de estructuras oculares y anexas, y pueden ser primarias o metastásicas de un órgano distante. Los párpados y la membrana nictitante se han visto envueltas en procesos neoplásicos, incluyendo un tumor benigno de células basales40 y un lipogranuloma41 en el párpado de periquitos. Un carcinoma de células basales fue extraído del margen principal de la membrana nictitante de un coenuro.8 Una masa apareció en el mismo margen del párpado 9 meses después, revelando una biopsia por excisión un diagnóstico de carcinoma de células escamosas. Un xantoma del tercer párpado ha sido descrito en un periquito,8 y también se ha visto un xantoma en el tercer párpado en un loro amazonas sin otros signos clínicos(Fig .3). Sin embargo, los resultados de la analítica sanguínea pre-operatoria revelaron concentraciones de enzimas hepáticos algo elevadas (A.M.W., datos sin publicar, 1999). Un cistadenoma fue reseccionado de la región periorbital medial del ojo izquierdo de un loro gris africano; se especuló que tenía relación con la glándula lacrimal.42 Un meduloepitelioma intraocular maligno ha sido descrito en dos carolinas.43

Adenomas pituitarios han sido descritos en una carolina de cuatro años de edad con ceguera aparente y pupilas dilatadas,44 en un loro amazonas de 11 años de edad con exoftalmos asociado, ulceración de la córnea y ceguera,45 y en 9 de 50 periquitos con exoftalmia unilateral o bilateral.46 Exoftalmos con queratitis por exposición fue uno de los hallazgos clínicos en una neoplasia linforeticular periorbital en un loro gris africano47, y un linfosarcoma orbital en un pavo real (Pavo cristatus).16.





Miscelánea



Degeneración corneal



La degeneración cristalina de la córnea fue encontrada en el 8.7% de las aves (incluyendo loros amazonas, periquitos, carolinas, cotorras y finches) necropsiadas en una estación de cuarentena.18 La causa de las lesiones degenerativas en este grupo de aves no se determinó, pero fueron descritas como secuela de inflamación ocular.





Cataratas



Las cataratas se encuentran en aves asociadas a malformaciones del esqueleto, desordenes genéticos, deficiencias nutricionales, infección, trauma, senectud, efectos tóxicos, y otras enfermedades oculares como uveitis y degeneración de retina.2 Las cataratas seniles deben ser el tipo más común observado en aves de avanzada edad.48 Sin embargo, deben ser diferenciadas de la esclerosis lenticular nuclear que acompaña de forma normal a las lentes a medida que pasa el tiempo y que no está asociado con cambios significativos en la visión. Cataratas hereditarias han sido documentadas en canarios Yorkshire.49 En estas aves, los análisis del pedigrí sugirieron una herencia asociada a la penetración por completo de un alelo recesivo en un locus autosomal. Un intento de extracción extracapsular de las lentes mediante microcirugía fue considerado no viable debido al riesgo de provocar una uveitis secundaria por el pequeño tamaño del ojo del canario. Las cataratas hipermaduras, añadidas a la degeneración de retina, han sido descritas en un mina (Acidotheres cristatellus).50 La luxación de lentes catarácticas, tanto anteriores como posteriores, han sido observadas en cacatúas de edad avanzada, presuntamente secundarias a una zonulisis inflamatoria (A.M.W. y D.A.W., datos no publicados, 1999). La extracción extracapsular de las cataratas fue realizada con éxito en un cóndor andino (vultur gryphus)51, y también se ha practicado con éxito una extracción de cataratas utilizando facoemulsificación en rapaces.52 El pequeño tamaño del ojo de algunas aves limita el tipo de opciones quirúrgicas disponibles, aunque resultados satisfactorios han sido documentados en una carolina, loros amazonas, y cacatúas.2 Un oftalmólogo veterinario debe ser consultado para determinar las opciones terapéuticas y saber si el ave es candidata para la cirugía. Las cataratas pueden ser el resultado de una inflamación intraocular inmunomediada; en dichos casos debería ser administrada una medicación antiinflamatoria tópica.









































Figura 4. Una lesión en forma de masa cística ventral al globo de una cactúa. Una herida por picadura, presumiblemente infligida por un compañero de jaula, fue identificada en esta zona al poco de aparecer la lesión en forma de masa periorbital. Después de la excisión quirúrgica fue identificado como un quiste epitelial lineado.





Trauma



Los traumas oculares y de otros tipos son más comunes en aves que comparten jaula con otros pájaros. Se dan sobre todo en época de reproducción o en jaulas superpobladas. Traumas en los párpados pueden producir cicatrices que pueden causar irritación corneal crónica. La membrana nictitante cumple un importante papel mecánico a la hora de repartir la película lacrimal; Si se lacera, la membrana nictitante debe ser suturada. También el párpado puede ser reparado utilizando una sutura absorbible de 7-0 a 9-0 a una profundidad aproximada de 0.75 (para evitar que la sutura irrite la superficie corneal). Traumas penetrantes o romos pueden producir una variedad de lesiones oculares, incluyendo uveitis, hifema, perforación corneal, prolapso del iris, ruptura de la cápsula de la lente, desprendimiento de retina, y daño de los osículos escleróticos. Un quiste periocular fue encontrado en la parte inferior del globo en una cacatúa blanca con una historia de trauma facial reciente asociado a heridas por picaje ( J.Stiles, comunicación oral, 1999; Figura 4). El quiste estaba alineado con el epitelio secretor, y no reapareció después de la resección quirúrgica. Cuerpos extraños, como semillas atrapadas por la membrana nictitante, pueden irritar la superficie e inducir un trauma en la córnea y la conjuntiva.





Glaucoma



No hay casos documentados de glaucoma primario en aves de compañía, aunque la enfermedad ha sido descrita en pollos6 y rapaces.1 Un glaucoma aparentemente primario fue observado en un canario.5 El glaucoma se puede desarrollar como secuela de una luxación de lente o secundario a una inflamación crónica, con sinequia posterior o anterior periférica y formación de membrana fibrovascular preiridal.





Degeneración Retinal



Degeneración retiniana bilateral fue confirmada histológicamente en una cotorra de 3 años de edad con problemas de visión.53 Las cataratas eran una sospecha clínica, pero el resultado del examen histopatológico de las lentes no fue descrito. Los autores no especularon sobre la causa de la degeneración retiniana. Focos de degeneración retinianos fueron identificados en un mina con cataratas hipermaduras.
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Notapor parabuteo_unicitus » 09 Mar 2006, 11:09

aqui tambien tienes algo de oftalmologia en aves, ya puedes ir empapandote, jejeejejeejeeje, saludos
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Notapor FenixnoIkki » 09 Mar 2006, 12:31

oye y las figuras

Por cierto cuando sale tu libro

que vale.

Saludos y gracias
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Notapor parabuteo_unicitus » 09 Mar 2006, 20:26

no se cuanto valdra ni cuando saldra ya esta en imprenta y ahora es desicion de la editorial espero que pronto se que va a ser este año pero no puedo concretar nada
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Notapor parabuteo_unicitus » 09 Mar 2006, 20:27

saludos
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Notapor chispa » 10 Mar 2006, 15:05

Te recomiendo un par de libros específicos sobre enfermedades y tratamientos de aves rapaces:

* BIRDS OF PREY Medicine and Management (Manfred Heidenreich).
Libro muy bueno, trata especificamente sobre enfermedades y tratamiento de aves rapaces. Tiene una versión en alemán y otra en inglés. El problema es que: Esta en Inglés, es muy caro y además esta agotado.

* MANUAL OF RAPTORS, PIGEONS AND WATERFOWL (Peter H. Beynon)
Es tambien un libro muy bueno, casi todo él está dedicado a rapaces, no obstante hay un capítulo dedicado a palomas y otro a aves acuaticas. Está en Inglés y es también muy caro.

Son los mejores que yo conozco. Como te he dicho son muy caros, pero por su contenido creo que merece la pena comprarlos.

Saludos.
chispa
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Notapor parabuteo_unicitus » 18 Mar 2006, 16:12

Si pero a diferencia del que se va a publicar en breve, el nuevo solo tiene fotos no dibujos y tratamientos por decanos de anatomia patologica, creo que va a ser un bombazo de libro
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Notapor GT » 03 Nov 2006, 19:54

Buenas,
¿se sabe algo de este libro? ¿ha salido ya?

un saludo
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