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Problemas y cuidados de la salud de nuestras aves.

Documentos Veterinarios

Notapor Hálcon del Céfiro » 20 Feb 2004, 03:31

Enfermedades y su Tratamiento

Bacterias
Tuberculosis Avícola
Botulismo
Salmonelosis
Pododermatitis (Clavos)
Psitacosis (Chlamidiosis)*
Cólera Avícola

Virus
Avian Pox
Newcastle Disease*

Hongos
Aspergilosis de los Pulmones

Parásitos Internos
Tricomoniasis
Lombrices (Capillaria, Ascariasis)
Tenias
Flukes
Coccidiosis

Parásitos Externos
Moscas Planas (Hippoboscid)
Piojos Malófagos
Acaros
Pulgas
Garrapatas*

Desordenes Nutricionales

Singamiosis
hr
Tuberculosis Avícola
Esta enfermedad es poco común en las aves rapaces. Éstas se contagian al ingerir comida infectada por el bacilo Mycobacterium avium. Este bacilo es muy resistente y puede sobrevivir más de cuatro an~os en el suelo. Normalmente es difícil diagnostizar la enfermedad. Las sen~ales más visibles de ésta son la perdida de peso y más adelante la falta de apetito. El bacilo es muy difícil de erradicar y lo mejor es intentar prevenirlo.

Botulismo
Intoxicación causada al ingerir la toxina Clostridium botulinum. Las rapaces pueden ser infectadas al comer, sobre todo, aves acuáticas, las cuales son, a su vez, infectadas por la bacteria anaeróbica. Ésta se encuentra comunmente en el suelo y marismas u orillas con vegetación putrafacta. Invertebrados muertos son grandes focos de infeccion para pájaros que se alimentan en estas areas. Aquellos pájaros infectados mueren, normalmente, debido a una parálisis respiratoria. Un tratamiento aconsejable es la utilización de antitoxinas específicas. El pájaro debe tener acceso a agua fresca que ayudara a eliminar toxinas que no hayan sido absorvidas en el intestino.

Salmonelosis
Normalmente causada por la bacteria Salmonella pollorum (aunque existen otras especies que también pueden causarla). Esta enfermedad es generalmente transmitida cuando el pájaro ingiere o está en contacto con pollitos afectados que aún no han absorbido la yema. Hay lesiones que pueden indicar la enfermedad, pero una diagnosis debería ser confirmada con el aislamiento del S. pollrum. Las infecciones pueden ser tratadas, aunque no siempre efectivamente, con diferentes antibióticos.

Desordenes Nutricionales
Por Gustavo Quesada
En rapaces destinadas para cetreria siempre es mejor prevenir que lamentar y para esto el cetrero debe tomar medidas profilacticas para evitar cualquier enfermedad;
las mejores medidas son:
1)contar con excelentes instalaciones,
2)limpieza e higiene,
3)alimentacion adecuada y
4) ejercitar a nuestras aves.
El aspecto general de un ave sana es:
a)Cera, parapados y patas (tarso, metatarso y falanges) de color amarillo o anaranjado,
b)Plumaje brillante y ordenado,
c)Ojos limpidos y redondos
El excremento tambien denota alteraciones nutricionales e infecciosas.
Segun estudios el 25% de la mortalidad de aves de presa en cautiverio es causada por mala nutricion y gran parte de las enfermedades presentadas estan relacionadas con deficiencias nutricionales.
La alimentacion de las aves destinadas para cetreria debe ser de buena calidad, en suficiente cantidad y variada. La cantidad esta relacionada con la talla del ave; expresada como porcentaje de peso vivo consumido por dia es de 18-25% en aves que pesan de 100-200g; 11-19% en rapaces de 200-800g; 7-11% para aves que pesan de 800-1200g y baja hasta 3.5-6% en aves de mas de 1200g. Esto solo sirve de referencia, los requerimentos reales son evaluados diariamente por el cetrero a traves del peso de la rapaz, su actividad fisica y la salud del ave.
Los desordenes nutricionales comunmente presentados son:
1)Inanicion
2)Desbalances de calcio-fosforo (Ca-P), los cuales siempre se manifiestan por problemas oseos como osteomalasia, osteodistrofia, osteoporosis y fracturas patologicas, igualmente se presentan alteraciones endocrinas como hiperparatiroidismo nutricional secundario
3)Deficiencias de vitamina A,B, D y E
4)Anemias.
Inanicion
Las causas mas comunes son por mal manejo. Es muy comun que se abuse del ayuno para templar a las aves durante el entrenamiento ocasionando este problema. Otro problema de manejo es el estres, mas comun en accipiters, que seguramente desencadenara la inanicion; tambien puede estar presente en diversas patologias. El cuadro clinico es inespecifico, puede presentarse emanciacion, debilidad, plumaje erizado (que indica deshidratacion), anorexia y muerte. Como se menciono anteriormente la inanicion tiene diferentes etologias y por lo tanto la forma de tratarlas es diferente, pero, a pesar de esto, cualquier patologia que curse con inanicion comparten un punto muy importante dentro del tratamiento. Antes de administrar el tratamiento especifico es vital corregir la deshidratacion y la hipoglucemia. Todos los animales obtienen agua de tres formas:
1)de forma directa,
2)la contenida en los alimentos y
3)el agua metabolica. En las rapaces las 2 ultimas son las mas importantes, por esto es importante corregir la deshidratacion antes de hacer comer al ave y administrarle el tratamiento especifico.

Desbalance calcio-fosforo (Ca-P)
El Ca y el P se requieren para cumplir importantes funciones en el organismo. Una deficiencia en alguno de estos minerales en la dieta seguramente conllevaran a problemas oseos como osteodistrofia, osteomalasia, osteoporosis y fracturas patologicas. Las rapaces jovenes son mas susceptibles, pero tambien se presentan en aves adultas. El diagnostico siempre esta basado en la anamnesis y confirmado radiograficamente. Los signos que se pueden presentar son encurvamiento de huesos largos, la cera, parpados y patas pierden su coloracion tipica y hay fracturas al minimo esfuerzo. Otra patologia que desencadena el desbalance Ca-P es el hiperparatiroidismo nutricional secundario, el cual se desarrolla cuando los niveles de P sobrepasan a los de Ca.

Singamiosis
Por Gustavo Quesada
La singamiosis tiene un espectro de huespedes extremadamente amplio, por lo que se encuentra en casi todas las gallinaceas, así como en muchas aves domesticas y silvestres, incluyendo las de presa.
ETIOLOGIA
La enfermedad es causada por un nematodo (parasito redondo) Syngamus trachea
MORFOLOGIA
La hembra mide hasta 20mm de largo y es de color rojo sangre; el macho es mas pequeño y palido cuya cabeza esta permanente y profundamente incrustadaen los tejidos del huesped. Los machos y las hembras viven en copula permanente, el par entonces presenta un aspecto bifurcado o de "Y". Se alimentan casi exclusivamente de la sangre de su huesped. Los huevos de este parasito miden de 70-100 micras por 45 micras y en poco tiempo su cascara esta dotada de un tapon en ambos polos (operculos). Dentro de ellos se produce la larva L3 (que es la forma infectiva). Los huevos suben por la traquea por el impulso de la tos, luego son deglutidos y llegan al exterior con las heces.
TRANSMISION
La infeccion puede darse en forma directa o indirecta. Cuando las rapaces tragan los huevos (L3) alojados en sus presas, es la forma directa. Los huevos o larvas libres pueden acumularse en una serie de invertebrados (por ejemplo lombrices, caracoles, insectos), de suerte que estos actuan como huespedes intermediarios (huesped en el cual el parasito vive temporalmente, pero no se reproduce en el) al ingerir estos las aves sucede la transmicion en forma indirecta.


CICLO VITAL
Cuando las larvas L3 llegan al intestino (directa o indirectamente) atraviesan el mismo, pudiendo migrar por torrente sanguineo o directamente por la cavidad del cuerpo hasta pulmon, desde ahi penetran a la traquea y al cabo de una semana ya alcanzan su madurez sexual, si bien, necesitan aun de 2 semanas antes de la primera puesta de huevos.
ANATOMIA PATOLOGICA
La necropsia revela obstruccion de la traquea, bronquios y pulmones por los nematodos adultos. La acumulacion de parasitos y mucosa provocan la muerte por asfixia.
ZOOTECNIA
Las cacerias son la forma mas comun de infecion. Las medidas que se deben tomar son:
a) Retirar el sistema respiratorio y digestivo de las presas.
b) Evitar que las rapaces ingieran lombrices, caracoles e insectos, este habito es mayormente visto en aves de talla paqueña como gavilanes estriados, cernicalos, y otras aguilillas.
PATOGENESIS
Este padecimiento se caracteriza por tos constante, disnea (dificultad para respirar), jadeo, apatia, anemia, adelgazamiento y debilidaden general. Terminacion fatal por asfixia.
DIAGNOSTICO
Se basa en frotis de saliva o flotacion de heces, para revelar la presencia de huevecillos.
TRATAMIENTO HOMEOPATICO
a)Aconitum napellus.- este medicamento actua sobre el sistema nervioso en general, las membranas mucosas y serosas y los tejidos fibrosos. Su accion es breve, por lo tanto se haya indicado en las primeras 24-48 horas de iniciado el padecimiento (agudo), en el cual se observan los sintomas caracteristicos. Los centros respiratorios son deprimidos por dosis altas y como resultado de ellas la respiracion es lenta y profunda.
Sintomas caracteristicos.- padecimientos respiratorios, catarro, tos ronca, bronquitis pulmonia, como resultado de exponerse a vientos frios o secos.
Potencia sugerida.- 6c (globilos), dar 6 de estos de 3-4 veces al dia hasta que desaparezca el problema.
b) Acido acetico.- actua sobre las mucosas irritandolas. Prolongando el uso de este acido se puede observar que se alteren los globulos rojos, debido a que modifica la alcalinidad de al sangre.
Sintomas caracteristicos.- disnea, tos, anemia, debilidad.
Potencia sugerida.- 6c (globulos), ofrecer 6 globulos, 3-4 veces al día hasta que desaparezcan los sintomas.
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MANEJO CLíNICO DE EMERGENCIA EN RAPACES

Notapor Hálcon del Céfiro » 20 Feb 2004, 03:32

MANEJO CLíNICO DE EMERGENCIA EN RAPACES
Tania Monreal Pawlowsky


1. 1. Historia clínica: Asegurarse de que es lo más completa posible.
2. 2. Observación: Comprobar patrón respiratorio. Observar signos de dificultad respiratoria y/o obstrucción de las vías aéreas. Comprobar postura y actitud del animal antes de someterlo a un manejo manual. Mirar cantidad y contenido de secreciones, así como estado de hidratación (por ejemplo globo ocular hundido, córnea opaca).
3. 3. Examen físico: Rellenar el formulario de examen físico.
4. 4. Tratamiento Inicial:
A. Peso
B. Convulsiones – Administrar 0.5 mg/kg de Diacepam iv, o bien 0.8 mg/kg de Midazolam en aves > 500 gr, o 1.5 mg/kg en aves < 500gr de peso, iv.
C. Empezar con fluidoterapia – Fluidos pueden ser administrados en un bolo a través de una aguja o mariposa de 22-25 ga posicionada en la vena ulnar o en la vena metatarsiana medial. Si no es posible el acceso venoso debido a la condición del ave, se puede colocar un catéter intraóseo en el cúbito. Administrar lentamente Ringer Lactato atemperado.


Peso Cantidad de RL Dexametasona (4mg/ml) Enrofloxacina(15mg/kg)
100 gramos 2-3 ml 0.05-0.1ml 0.07 ml
200 gramos 4-6 ml 0.1-0.2 ml 0.14 ml
300 gramos 6-9 ml 0.15-0.3 ml 0.20 ml
400 gramos 8-12 ml 0.2-0.4 ml 0.28 ml
500 gramos 10-15 ml 0.25-0.5 ml 0.34 ml
750 gramos 15-23 ml 0.4-0.8 ml 0.51 ml
1000 gramos 20-30 ml 0.5-1.0 ml 0.70 ml
1500 gramos 30-45 ml 0.75-1.5 ml 1.0 ml
2000 gramos 40-60 ml 1.0-2.0 ml 1.4 ml
3000 gramos 60-90 ml 1.5-3.0 ml 2.0 ml
4000 gramos 80-120 ml 2.0-4.0 ml 2.8 ml


D. Administrar 2-4 mg/kg de Dexametasona iv o im. Puede ser administrada con fluidoterapia.
E. Administrar 15 mg/kg de Enrofloxacina oral o iv. Continuar con este tratamiento durante 5 días o más.
F. Colocar al animal en una jaula apropiada, con una percha.
G. Reevaluar al animal tras varias horas. Repetir fluidoterapia en caso necesario. Realizar extracción de sangre y radiografías según criterio médico.
H. Una vez rehidratado el animal, alimentar mediante sonda gástrica a aquellos animales en condición corporal comprometida con una fórmula de fácil digestión. Animales en buena condición corporal pueden ser alimentados con presa.
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CUIDADOS DE LAS AVES DE PRESA

Notapor Hálcon del Céfiro » 20 Feb 2004, 03:45

CUIDADOS DE LAS AVES DE PRESA

Nadie mejor que nosotros podremos determinar si nuestra ave está o no sana. Comprobar que su comportamiento y su aspecto son los de siempre es determinante para saber en qué estado se encuentra el animal; por eso es tan importante estar pendiente de él en cada momento para poder advertir cualquier cosa que pueda considerarse anormal.
Existen una serie de pautas que nos ayudarán a determinar si nuestra ave se encuentra en perfectas condiciones. El aspecto general de un ave sana deberá ser el siguiente:
· Ojos limpios y redondos.
· Cera, párpados y patas de color amarillo o anaranjado.
· Plumaje brillante.
Con la observación de estos puntos, deberemos prestar atención a los excrementos del animal ya que a través de ellos podemos llegar a determinar si existe alguna enfermedad (que de ser así será casi con total seguridad de carácter nutricional o alimenticio). Para saber si nuestra ave defeca en condiciones normales tenemos que observar una cosa muy importante, la parte blanca este mas o menos concentrada y la parte sólida tenga un color mas o menos marrón y este dentro del la parte liquida y blanca, la explicación mas sencilla es como la forma de un huevo cuando lo abrimos que esta la clara y la yema pues así tendrán que ser la excreciones de nuestro pájaro.
Si observamos que nuestro animal no cumple alguno de los puntos anteriores deberemos ponernos sobre aviso y extremar las precauciones y si se llegase a considerar necesario tendremos que ponernos en contacto con el veterinario para hacer una revisión.

ALIMENTACIÓN

Según diferentes estudios realizados , el 25% de la mortalidad de aves de presa en cautiverio está causada por una mala alimentación. Además la mayor parte de las enfermedades que sufren estos animales están relacionadas con carencias nutricionales.
Con las aves, al igual que con cualquier ser vivo, siempre será mejor prevenir que curar y en consecuencia el cetrero deberá tomar medidas profilácticas para evitar la aparición de cualquier enfermedad.
Las medidas más adecuadas a tomar son las siguientes:
· Mantener siempre el lugar en el que habita el animal en perfectas condiciones higiénicas.
· Ejercitar al ave; al igual que el hombre, el ave precisa de cierto ejercicio para poder quemar el alimento.
· Darle siempre una alimentación adecuada: la alimentación del ave dedicada a la cetrería deberá ser de muy buena calidad, en suficiente cantidad y también variada. La cantidad debe estar en relación directa con el tamaño del ave, así como con la actividad que desarrollo, su estado físico...Como referencia pueden tomarse los siguientes porcentajes:

o Ave de peso entre 100-200 g.: 18-25% de peso vivo al día.
o Ave de peso entre 200-800 g.: 7-11% de peso vivo al día.
o Ave de peso entre 800-1.000 g.: 3,5-6% de peso vivo al día.

De cualquier forma estos porcentajes son aproximados, el cetrero será quien determine la cantidad precisa que necesita el animal; lo cual deberá hacerse atendiendo a la actividad diaria realizada por el ave, a su condición física, salud... Puntos determinantes que nadie mejor que nosotros podemos conocer.
Los problemas nutricionales más comunes que aparecen en el ave destinada a la cetrería son los siguientes:
-Inanición: debida fundamentalmente a un abuso del ayuno para el entrenamiento del ave. Es de difícil diagnóstico puesto que puede presentarse de muy diversas formas: debilidad, plumaje erizado, anemia, emancipación..
-Descompensaciones de calcio-fósforo: tanto el calcio como el fósforo son dos elementos fundamentales en la alimentación del ave, si éstos faltan se presentan diferentes problemas de tipo óseo. Los signos que pueden presentarse más comúnmente son: encurvamiento de huesos largos, la cera, párpados y patas pierden su coloración típica y se presentan fracturas al mínimo esfuerzo.
Deficiencias de vitaminas A. B. D y E Anemias

LA MUDA

Es normal asustarse cuando por primera vez observamos que nuestra ave comienza a perder su plumaje. No debemos entender de inmediato que se trata de alguna enfermedad ya que puede ser debido a que el ave a entrado en su periodo de muda.
La súbita pérdida de plumas por parte de una nueva ave no debe ser motivo de alarma, de hecho existen algunos pájaros como los halcones que mudan su plumaje una vez al año, desapareciendo todas las plumas de vuelo que son sustituidas por otras nuevas.
Debemos ser conscientes de que no todas las aves mudan por igual, algunas ni siquiera llegan a perder todo el plumaje antes de que comience a salir el nuevo. Lo más habitual es que la muda se realice en primavera o verano, época en la que los pájaros necesitan volar menos para poder encontrar la preciada comida.
Un ave puede pasar la muda en su percha o banco sin ningún problema, si al hacerlo se encuentra en una habitación tranquila y apartada de distracciones el riesgo de que las plumas se rompan se minimiza lo cual es siempre mejor, estas habitaciones son llamadas cámaras de muda. Puede dejarse al ave sola durante todo ese periodo o bien acompañarle para darle de comer por lo menos dos veces al día; en principio esto último parece más adecuado ya que se mantiene siempre el contacto ave, al tiempo que también nos aseguraremos de que no
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Notapor tizona » 20 Feb 2004, 14:56

muy buena esa información céfiro.

saludos
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Notapor Jorge Sales Lisboa » 21 Feb 2004, 00:27

Excelent all informations.... Thanks.

Jorge
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Notapor Hálcon del Céfiro » 22 Feb 2004, 04:50

Pos gracias,
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Notapor ans gar » 22 Feb 2004, 06:03

hola halcon del cefiro.

muy buena toda la informacion gracias pero queria hacerte una consulta sobre la alimentacion, no sabes si estan en materia seca o en carne fresca (la comida me refieo), si sabes porfa dimelo que me seria muy util.

gracias
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Notapor Hálcon del Céfiro » 25 Feb 2004, 02:46

ans gar,
Primero te envio un saludo y segundo..no entiendo a lo q te refieres si serias mas espesifico seria genial , Pos un saludo
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Notapor ans gar » 25 Feb 2004, 03:10

hola

la verdad es una pregunta vastante tonta, lo que pasa es que en alimentacion de vacunos tu mides la comida que das diariamente en materia seca, osea no se toma en cuenta el agua que esta tiene.

por eso si las raciones que aparecen en el documento son en materia seca o humeda por que la carne tiene mucha agua. ...en todo caso no te preocupes que que como te dije debe ser una pregunta tonta...... y pienso que deve ser en carne con agua y con todo.....

la verdad es que no se si me explique cporrectamente...pero trate :D

saludos
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Notapor ans gar » 25 Feb 2004, 03:12

a y probecho para preguntarete si conoses algun criadero en Peru, mira que por aca no existen.......... y cuanto sale un harris y un cernicalo en tu pais.

gracias y saludos
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Notapor ans gar » 25 Feb 2004, 03:12

a y probecho para preguntarete si conoses algun criadero en Peru, mira que por aca no existen.......... y cuanto sale (precio digo) un harris y un cernicalo en tu pais.

gracias y saludos
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Notapor Hálcon del Céfiro » 25 Feb 2004, 21:30

Buen si , si hay . Hay uno llamado el "Huayco" de Jose Antonio Otero dejame buscar la informacion y te la mando,

Un saludo
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Notapor Nekira » 26 Feb 2004, 20:31

Muchas gracias por esta buena información.
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Notapor Hálcon del Céfiro » 27 Feb 2004, 01:54

Como repito no hay por q

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Notapor Hálcon del Céfiro » 14 Mar 2004, 01:01

CIRUGIA BASICA EN AVES DE PRESA

Roberto Aguilar, D.V.M.
Tania Monreal Pawlowsky, D.V.M.

INTRODUCCION
La mayoría de personas que intentan una cirugía ortopédica en aves asumen que existen grandes diferencias entre la terapéutica quirúrgica de aves y mamíferos. Aunque existen muchas diferencias en la anatomía y fisiología de ambas clases de animales, también existen muchas similitudes. La mayoría de los principios básicos de la cirugía ortopédica de mamíferos se pueden utilizar en aves.

EVALUACION PREQUIRURGICA
Muchas aves salvajes pueden estar muy debilitadas debido a la gravedad de las heridas, a la falta de comida o al stress. Debe pesarse al ave inicialmente para poder evaluar ganancias o pérdidas de peso posteriores. Deben palparse los músculos pectorales para evaluar el estado corporal general. La atrofia en uno de los lados del pecho podría indicar la pérdida de funcionalidad del ala de ese lado. Una atrofia bilateral puede observarse en halcones que han adelgazado debido a la dieta impuesta por el entrenador para la caza o en casos de desnutrición generalizada.
Todos los huesos y articulaciones deben ser palpados para buscar fracturas, crepitación y evaluar la libertad de movimiento. Un hematoma de consideración sobre una articulación puede llevar a una inflamación crónica y a la incapacidad de vuelo. Los hematomas en las aves son normalmente de color verde. Cuando la hemoglobina aviar se descompone, se forman pigmentos verdes. Las patas deberían ser examinadas en busca de erosiones o tumefacciones que pudieran ser indicativas de clavos. La cavidad oral deberá explorarse para detectar posibles placas indicativas de Trichomonas sp. o Caraida sp..
Deberán tomarse radiografías de cuerpo entero y/o de la extremidad afectada para conocer la gravedad de la fractura. Las radiografías de cuerpo entero, en las posiciones convencionales de decúbito ventro-dorsal y lateral-derecho pueden ser necesarias para una adecuada evaluación del sistema esquelético. Estas podrán revelar fracturas o luxaciones no palpables; luxaciones de la articulación del hombro, de la articulación coxofemoral, fracturas de la caja torácica (como las fracturas de coracoides), que podrían pasar desapercibidas durante el examen físico general. Una osteoporosis secundaria a una enfermedad ósea metabólica podría también ser detectada. Se prefieren proyecciones ventrodorsales y -laterales en chasis de alta resolución, aunque tomas hechas en aparatos de baja resolución también resultan diagnósticas. La sedación puede ser necesaria para el posicionamiento indicado, pero se deben tomar precauciones extremas, especialmente con aves debilitadas.
Es importante el examen hematológico del ave antes de la cirugía. Este incluye un hemograma completo y pruebas bioquímicas para evaluar la funcionalidad hepática y renal, valoración que resulta imprescindible antes de cualquier anestesia. El lector es referido a los capítulos 5 y 6 sobre pruebas de examen hematológico y bioquímico del paciente.

APOYO PREQUIRURGICO
La hidratación y el estado nutricional del animal son consideraciones preoperativas importantes. El sistema renal de las aves es incapaz de procesar grandes volúmenes de líquidos administrados rápidamente, por lo que la administración cuidadosa es importante. Los líquidos deben proporcionarse mediante el micro goteo o la administración directa intermitente. La pérdida de sangre durante la cirugía deberá mantenerse a un mínimo. Si el ave se encuentra debilitada y mal nutrida, la cirugía debería ser pospuesta hasta que se logre estabilizar al paciente. No obstante, muchas veces esto no es posible en situación de emergencia.
El ayuno de más de 12 horas en aves que van a someterse a una cirugía no está indicado, ya que puede conducir a la hipoglucemia. A pesar de ello, para la cirugía de buche o intervención en aves de menos de 100 gramos (i.e. Cernícalos (Falco sparverius)), un ayuno de seis a diez horas resulta beneficioso. En aves de presa un ayuno de 12 a 24 horas está indicado.
La administración prequirúrgica de antibióticos es un tema muy discutido en la medicina aviar. Si se van a administrar agentes antibacterianos, se debe procurar proporcionarlos de tal manera que los niveles máximos en la sangre sean alcanzados durante el tiempo de la cirugía, y que aún se encuentren presentes en la sangre y en los coágulos de suero después del cierre. En las cirugías en las que se anticipa una contaminación, se deben suministrar antibióticos preoperatorios. Los pacientes con infecciones o con tejidos contaminados deben de recibir antibioterapia al examinarse inicialmente.

PREPARACION QUIRURGICA
La preparación tanto del paciente como del cirujano resulta muy importante en la cirugía de aves. La temperatura corporal de las aves es mayor que la de los mamíferos, sin embargo muchas bacterias crecen bien a temperaturas elevadas. Además de ello, los miembros de las aves tienen temperaturas menores a la temperatura central, ya que poseen mecanismos de contracorriente sanguínea utilizados para la termorregulación. Ello produce temperaturas a nivel de las extremidades que las convierte en un ambiente propicio para el desarrollo de patógenos de mamíferos. El sitio elegido para la cirugía debe limpiarse de plumas manualmente, no rasurarse. Se debe estirar de las plumas en la misma dirección en la que crecen para evitar el rasgar la piel. Las plumas son difíciles de rasurar, además de que no crecerían hasta la siguiente muda. Las plumas que se quitan tirando comienzan a crecer casi de inmediato.
Se puede controlar el plumón mediante la utilización de un lubricante hidrosoluble. Los lubricantes de base oleosa alteran el efecto termorregulador de las plumas, y no deben ser utilizados. También puede utilizarse cinta adhesiva para controlar las plumas de la periferia del área quirúrgica. Nunca se deben quitar plumas de vuelo primarias ni secundarias a las aves de presa, pues dependen de ellas para maniobrar en el vuelo. Resulta mejor el evitar las plumas de vuelo durante la cirugía. Si el cirujano daña el folículo, provocará el crecimiento anormal de la pluma. Esto puede ser desastroso en aves de presa, que deben ser capaces de volar perfectamente antes de su liberación.
El paciente debe de ser cubierto con paños de campo quirúrgicos inicialmente, y luego cubierto con una sábana quirúrgica. Ello evitará áreas expuestas de la mesa quirúrgica. Los campos quirúrgicos de plástico transparente funcionan bien, pues se puede observar la respiración más claramente. Pueden utilizarse, además, campos de papel quirúrgico. Si se utilizan campos de tela, se debe evitar que el peso combinado de los campos comprometa la respiración del ave. La preparación quirúrgica deberá realizarse con un jabón desinfectante en tres lavados, seguido por la aplicación de un desinfectante quirúrgico, tal y como se recomienda en mamíferos. Se debe evitar el uso del alcohol y de mojar excesivamente al paciente, sobre todo en aves pequeñas que tienden a la hipotermia. Se deben utilizar instrumentos estériles, y el cirujano debe utilizar guantes, gorro, bata quirúrgica y calzas quirúrgicas.

CIRUGIA ABDOMINAL
La mayoría de las cirugías abdominales se practican mediante una incisión en la línea media ventral. La incisión de piel y músculo se hace por separado. La capa muscular se levanta, utilizando pinzas de cirujano, y se hace una hendidura en el punto medio de la línea media ventral. Esta incisión se extiende craneal y caudalmente, utilizando tijeras. Se puede utilizar un bisturí eléctrico, pero se debe tener precaución de no dañar las vísceras subyacentes. Se puede incrementar el área expuesta combinando la incisión inicial con otra paracostal, a manera de tapa. El sexado y la gonadectomía se logran mediante incisiones en el costado. En la incisión abdominal en línea media se deben evitar los sacos aéreos que ocupan la porción craneal de ambos lados de la cavidad.
Una vez penetrada la cavidad abdominal, los sacos aéreos deberán permanecer intactos, mostrándose como membranas claras que se mueven con cada respiración del paciente. En este momento se procede a hacer una incisión al saco aéreo abdominal izquierdo. Ello nos permite la visualización del estómago, porción izquierda de la masa intestinal, la glándula adrenal izquierda, el riñón izquierdo y la gónada del mismo lado. El corazón y los pulmones se pueden visualizar al hacer una incisión al saco aéreo torácico caudal. El repetir este procedimiento del lado derecho nos permite la visualización del asa duodenal y del páncreas, la vesícula y el riñón derecho, así como la adrenal derecha y la gónada. El ligamento delgado que une el hígado con la superficie del esternón puede cortarse para que el hígado caiga a la cavidad abdominal, lo cual nos permite la visualización de la superficie hepática ventral. Aunque el penetrar un saco aéreo no representa un riesgo de vida o muerte para el ave, se procura mantenerlos intactos para poder hacer un cierre primario. Estas incisiones, particularmente en aves de talla mayor, se pueden cerrar utilizando material de sutura fino, tal como la polidioxanona (PDS) de 3-0 a 5-0.
La apertura de los sacos aéreos causa un cambio notable en el flujo de aire a través del sistema respiratorio del ave, y en cuestión de minutos el paciente comienza a hiperventilar y a despertar. Si tomamos las orillas de la incisión y las juntamos, logramos un patrón respiratorio más normal al cerrar los sacos aéreos expuestos. Es posible que se requiera el cierre de la cavidad abdominal temporalmente varias veces durante la cirugía.
Después de haberse cerrado la incisión, la perforación del saco aéreo puede resultar en un enfisema subcutáneo postoperatorio. Por lo general esta situación no debe preocuparnos, y basta con hacer una pequeña perforación en la piel para que el aire escape hasta que sane el defecto en los sacos aéreos.
La proventriculectomía está indicada para la extracción de cuerpos extraños. Las aves que son mascotas frecuentemente ingieren objetos indigestibles que pueden causar obstrucción o perforación. El diagnóstico se obtiene mediante la radiografía de contraste. En aves de presa, la ingestión de animales que contienen perdigones de plomo puede causar una intoxicación por plomo. Es posible recuperar el plomo mediante el uso de un endoscopio, mediante intubado gástrico con succión o la retirada del perdigón mediante el reflujo. Para ello conviene usar una solución al 5% de fibra vegetal hidrosoluble (metamucil). Si todo esto falla, entonces está indicada la extracción quirúrgica.
Las aves de presa con infecciones del buche retienen frecuentemente las egagropilas. Puede ser necesaria una proventriculotomía para extraer el material semi-digerido. Las incisiones gastrointestinales deben cerrarse con sutura no absorbible o de lenta absorción (polidioxanona o PDS), con un patrón simple interrumpido. El uso de un patrón de sutura contínuo con un material no absorbible puede limitar la capacidad elástica del tejido, y con ello reducir la luz del órgano. El material absorbible expuesto a la acción de los fuertes ácidos del proventrículo aviar puede carecer de la fuerza de tensión necesaria para permanecer intacto hasta la cicatrización final. Las suturas utilizadas deben ser finas (3-0 a 6-0).
La retención de huevos ocurre con alguna frecuencia en las aves. Si hay ruptura del huevo o del oviducto, puede resultar en una peritonitis grave y mortal. La salpingotomía se practica para el alivio de ésta condición. Para permitirle al paciente la mejor oportunidad de reproducirse en el futuro, es importante el cierre cuidadoso. Debido a que la cáscara se forma durante el paso del huevo por el oviducto, cualquier anormalidad del oviducto puede causar la deformación de la cáscara misma. Por ello, el cierre debe practicarse utilizando un patrón simple interrumpido de aposición.
Las biopsias de órganos pueden obtenerse mediante una laparotomía. El bisturí eléctrico es el instrumento más adecuado para esto. Puntas de aguja o de alambre también le permiten al cirujano obtener muestras pequeñas sin causar daño extenso ni sangrado profuso.
El tratamiento de las enfermedades de los sacos aéreos, tales como la aspergilosis, pueden ser potenciados mediante la extracción del material caseoso de los tejidos afectados. Después de extraer tales materiales, que usualmente se encuentran sólo ligeramente adheridos a la superficie del saco aéreo, se debe lavar la cavidad abdominal entera con un agente antimicrobiano en solución, tal como anfotericina B a una concentración de 5 ml/kg.
El cierre de la cavidad abdominal se realiza de una manera similar a la de los mamíferos. Las suturas de la pared abdominal se deben colocar utilizando materiales absorbibles, tales como la polidioxanona (PDS) o el poliglactin 910 (Vicryl). El cierre de la piel se realiza utilizando un patrón continuo con un material absorbible, tal como el ácido poliglicólico (Dexon) o el poliglactin 910 (Vicryl). Se recomiendan calibres de 3-0.

RETENCION DEL SACO VITELINO
En ocasiones nacen pollos que no han absorbido por completo su saco vitelino. Esta es una causa probable de muerte por peritonitis. Es posible cerrar estos defectos, pero resulta difícil y arriesgado. Se coloca una sutura corrediza circular (jareta) con material fino alrededor del ano. Se invierte la yema hacia la cavidad y se aprieta la sutura. Por desgracia, la piel y los tejidos circundantes son delgados y frecuentemente acaban rasgándose.


EL BUCHE

El buche es el órgano de almacenamiento del tracto digestivo de las aves. Debido a que frecuentemente se encuentra lleno y expuesto, es susceptible a trauma. Afortunadamente, sana con rapidez. El cierre se realiza con una o dos capas de patrón de inversión con sutura absorbible. La piel se cierra por separado sobre el buche. La alimentación forzada con tubo de ingluvostomía funciona bien para alimentar aves anoréxicas o con fracturas mandibulares. Es una manera menos estresante de alimentar un ave de manera forzada.

SINUSOTOMIA
Debido a que el pus en las aves es caseoso, la punción de un absceso no resulta en el drenaje del mismo. Los heterófilos de las aves carecen de los enzimas proteolíticos necesarios para la degradación del deshecho necrótico. Ello resulta en la formación de material purulento caseoso. Este es el caso en la sinusitis de las aves. La sinusitis rara vez se resuelve con terapia médica, pues el material caseoso permanece protegido de los antibióticos que lleva la sangre. El lanceo y la debridacion quirúrgica están indicadas, junto con el cultivo y la antibioterapia sistémica adecuada.

HERIDAS
Las heridas frescas deben limpiarse, desbridarse y suturarse para obtener un proceso de cicatrización por primera intención. Un material de sutura absorbible en un patrón contínuo funciona bien y tiene las ventajas de ser rápido y de no requerir extracción. La mayoría de los pacientes aviares no tienden a picar sus suturas. Heridas viejas y contaminadas deben limpiarse y desbridarse. No obstante, el cierre puede resultar en la formación de un absceso. El cierre parcial con debridación frecuente y la eliminación del material caseoso procurarán el cierre del defecto cutáneo después de un tiempo. Si se permite que el material caseoso permanezca dentro de la herida, el proceso de cicatrización se verá prolongado.

SEXADO QUIRURGICO
Las aves deben colocarse en decúbito lateral derecho con el ala extendida dorsalmente y la pierna izquierda colocada caudalmente para exponer el lugar de la incisión. La incisión se realiza caudalmente a la última costilla en la mayoría de las aves (entre las dos últimas costillas en aves pequeñas). Se hace una incisión cutánea y se realiza la disección roma del tejido muscular con pinzas de mosquito. El saco aéreo torácico caudal es penetrado durante esta fase. La visualización se realiza con un otoscopio o con un artroscopio.
El saco aéreo abdominal también deberá penetrarse. La gónada se encuentra con el pulmón cranealmente y los riñónes de manera caudal. La superficie lisa y vascularizada de la gónada indica que se trata de un testículo, mientras que si se nota una superficie rugosa, con cuerpos elevados amarillos de diferentes tamaños se trata de un ovario. Hay gran variación entre especies y edades, y, de existir la duda, se deberá buscar la gónada del lado opuesto (sólo los machos poseen dos gónadas en la mayoría de las especies de aves), o esperar a que el ave madure sexualmente para repetir el procedimiento.
Tan sólo se requieren de uno o dos puntos de sutura para lograr el cierre. Algunos autores recomiendan dejar abiertas las heridas, aunque esto incrementa la posibilidad de que aparezca un enfisema subcutáneo post-quirúrgico.

ORTOPEDIA EN AVES DE PRESA
REPARACION Y RESOLUCION DE FRACTURAS
Los objetivos de la reparación de fracturas en aves son una reducción adecuada, una fijación rígida, la prevención de infecciones y la restauración de la función atlética. Las aves necesitan un alto nivel de funcionalidad para mantener la habilidad de vuelo. Un grado ligero de mala unión o de anquilosamiento en las articulaciones puede prácticamente invalidar al animal. Esto quizás no sea un problema en aves que se tienen como mascotas o en zoológicos, pero en aves rapaces salvajes puede impedir que sean liberadas de nuevo a la naturaleza.
Otro punto a tener en cuenta es el peso del aparato de fijación. Los aparatos pesados no son bien tolerados por las aves y el ave puede ser incapaz de equilibrarse después de habérselo colocado. Por esta razón se recomienda que la mayoría de los aparatos de fijación interna sean extraídos en las aves.
Contrario a esta indicación, el Dr. Patrick T. Redig, del Centro de Aves de Presa de la Universidad de Minnesota, E.U.A., recomienda dejar los clavos metálicos en la médule ósea al utilizar pegamento óseo (metil-metacrilato) como una base metálica para la reparación rápida de fracturas. Su recomendación es, en general, la excepción y no la regla, y depende del tipo de fractura. En general, la técnica funciona bien en fracturas humerales y tarso-tibiales conminutas cerradas.
Los abordajes a los huesos largos de las aves han sido descritos por Redig en el capitulo "A clinical review of orthopedic techniques used in the rehabilitation of raptors" en el libro ZOO AND WILD ANIMAL MEDICINE 2a Edición, de Fowler (1986. Saunder's Publishing Co., Philadelphia, E.U.A.). También puede encontrarse una reciente revisión de las técnicas de manejo de fracturas, tanto quirúrgicas como médicas, en el trabajo Bennett, R.A. y Kuzma, A.B. 1992 Fracturas management in birds (J. Zoo and Wildl. Med. 23 (1): 5-38). En el capítulo de radiología el lector encontrará descripciones sobre la valoración radiológica de las fracturas, el proceso de resolución y su valoración clínica, así como posibles complicaciones y sus causes.
Una buena regla general es que todos los huesos se aproximan por su cara dorsal o externa con la excepción de los huesos del tibiotarso y tarsometarso, que deben enclavijarse de manera percutánea preferencialmente (utilizando una "escalera” de Kirschner modificada o un aparato de Kirschner clase II) llevando a cabo un abordaje medial de los huesos. Las figuras anexas al texto ilustran los abordajes básicos recomendados por Redig.
De ser posible, y en caso de elegirse el enclavijamiento intramedular como única medida de reparación, el abordaje y la reducción deben hacerse de manera cerrada y "ciega". Es decir, se debe procurar evitar la destrucción intraoperatoria del periósteo aviar, haciendo la aproximación recomendada sin abrir ni desbridar los tejidos en el lugar de la fractura. Esto se debe a que de la integridad del periósteo depende la formación del callo óseo. Este proceso es inverso en los mamíferos, donde el callo óseo proviene principalmente del endósteo. Con unas buenas condiciones de alineación y estabilidad, el tiempo requerido para la resolución de fracturas puede llegar a ser tan corto como 10 o 20 días. Esta situación es más propia de aves que se mantienen como mascotas y que sufren traumatismos de relativa baja intensidad con fracturas cerradas. En estos casos, los aparatos de fijación a menudo se extraen a las dos semanas del postoperatorio.
Desgraciadamente, las aves salvajes presentan heridas muy graves y altamente contaminadas. Estas fracturas pueden tardar 6 o más semanas en osificar completamente, y necesitan que los aparatos de fijación se mantengan durante 4 a 8 semanas. Las fracturas de alas en particular son muy difíciles de reducir y estabilizar debido a las fuerzas de tensión creadas por los poderosos músculos pectorales.
Aunque muchos huesos de las aves son pneumáticos, con una menor proporción de hueso esponjoso y de cavidad medular, esto parece que no supone ninguna diferencia significativa en el proceso de osificación en comparación con el de los mamíferos. El callo óseo se forma a partir del periósteo, endósteo y del tejido conectivo circundante, en ese orden. La integridad y viabilidad del periósteo es, como habíamos dicho antes, de suma importancia. La osificación se inhibe en heridas abiertas e infectadas. El pus de las aves tiende a ser caseoso. Una masa solidificada de material caseoso impide la osificación y puede resultar en una no-unión. El limpiar e irrigar la zona es, por lo tanto, crítico para la viabilidad del miembro.
Las fracturas patológicas secundarias a desequilibrios nutricionales son a menudo difíciles de estabilizar debido a que los huesos son muy blandos y no son capaces de aguantar los aparatos de fijación interna. Este tipo de fractura se trata mejor con una inmovilización externa mediante vendaje y con la corrección del desequilibrio nutricional subyacente.

FIJACION DE FRACTURAS
Inmovilización Externa
Frecuentemente, las fracturas se resuelven bien con reposo en una jaula y la aplicación de un simple vendaje externo. Las fracturas del cinturón torácico, de carpometacarpo y tarsometatarso se tratan mejor de esta manera. En las figuras adjuntas el lector encontrará descripciones sobre los diferentes vendajes y férulas de uso común en traumatología de aves. El aporte sanguíneo a las extremidades distales es bastante débil. La intervención quirúrgica de fracturas en estas regiones es frecuentemente seguida de una necrosis avascular de la extremidad distal. Debe mantenerse un cuidado extremo en el manejo de los tejidos y en la conservación del aporte sanguíneo cuando se lleva a cabo una fijación interna.
La inmovilización del ala puede lograrse mediante un simple vendaje que mantenga el ala pegada al cuerpo, con un vendaje en forma de ocho. Las cintas autoadherentes elásticas y sin pegamento, tales como Vet-rap (3M Co., Minnesota, E.U.A.), son las mejores para esto, puesto que no causan daño a las plumas. Muchas de las fracturas de ala pueden alinearse por sí mismas cuando el ala se mantiene en una posición flexionada.
La mayor desventaja de la inmovilización externa es la pérdida de funcionalidad debido a la atrofia muscular y a la anquilosis articular que se producen como consecuencia de un tiempo de inmovilización prolongado. Ocasionalmente, la formación de un callo excesivo en el lugar de fractura impedirá la función de músculos y tendones. Este callo excesivo puede ser raspado, liberando los tendones incorporados. En aves rapaces, si se coloca un vendaje o aparato de inmovilización en una fractura tibiotarsal, las garras deberán ser inmovilizadas a su vez en extensión mediante un vendaje de bola, para facilitar así el retorno a la función prensora después de la osificación. En el caso de los vendajes de compresión, como el vendaje de Robert Jones, la garra permanece descubierta para permitir su uso al ave.

Enclavijamiento Intramedular
El enclavijamiento intramedular es útil en muchas fracturas de aves. La mayor limitante es que no puede prevenir la inestabilidad rotacional. Las delgadas corticales óseas de los huesos de las aves hacen que su colocación sea difícil, y también resulta difícil evitar que los clavos intramedulares no atraviesen las articulaciones. La penetración de un clavo quirúrgico en una articulación puede causar una osteoartrosis permanente que, en el caso de las aves rapaces, puede incapacitarlas e impedir que sean liberadas. Esto ha sido observado especialmente en el cúbito, si los clavos se mantienen durante un período de tiempo prolongado.
El enclavijamiento intramedular parece ser más útil en fracturas de húmero, fémur y tibiotarso. Los cerclajes pueden ser utilizados en aquellas fracturas que tengan la configuración adecuada para proveerles de estabilidad rotacional. Los alambres de cerclaje nunca deben ser utilizados solos, puesto que son incapaces de controlar la rotación axial, pero pueden ser utilizados junto con el enclavijamiento intramedular. También debe evitarse el utilizar menos de tres cerclajes por fractura, pues la estabilidad prestada por uno o dos cerclajes resulta insuficiente. Los cerclajes se pueden retirar una vez que el hueso se ha remodelado, aunque muchos cirujanos prefieren dejarlos in situ.
Una nueva técnica para la fijación interna ha sido descrita utilizando cemento óseo de polimetil metacrilato. Este cemento se inyecta en la cavidad intramedular y la fractura se mantiene reducida. El cemento solidifica en unos 10 minutos, obteniéndose una unión cohesiva, por fricción, más que adhesiva. Las ventajas de esta técnica son el reducido tiempo quirúrgico, el trauma disminuido a los tejidos, produciendo una fijación ligera y adecuada que no requiere extracción y poco cuidado posterior. Sin embargo, el cemento puede deslizarse entre los fragmentos de fractura e impedir una osificación adecuada. El uso del metil metacrilato ha sido combinado con clavos intramedulares de polipropileno, clavos metálicos y placas de ortopedia con buenos resultados. La técnica tiene como inconveniente una mayor tendencia a la formación de secuestros óseos y la posibilidad de una rigidez excesiva en los sitios adyacentes a la reparación. Si la técnica se va a utilizar, se recomienda la práctica previa en cadáveres.

Fijación Externa
Un aparato de fijación unilateral (aparato de Kirschner Ehmer o K-E) provee una buena estabilidad rotacional y fuerza axial. Puede ser utilizado solo o en combinación con clavos intramedulares para proveer estabilidad rotacional. Idealmente, tres clavos deberían ser colocados a cada lado del lugar de la fractura. Por lo general, y debido a la poca área que representan los huesos de las aves, se usan dos clavos por lado. La configuración más común es la de tipo Kirschner II o escalera de Kirschner. En esta preparación, el clavo atraviesa por completo y de lado a lado el fragmento afectado, asentándose en ambas corticales óseas del fragmento. La fractura se localiza por palpación y/o por evaluación radiológica. Los clavos pueden ser introducidos de forma percutánea. La aproximación al húmero y al fémur es por la cara dorsal o lateral del miembro, mientras que la aproximación al tibiotarso es siempre medial. Se deben evitar los grandes vasos sanguíneos, que son, por lo general, visibles bajo la piel.
Una vez colocados por lo menos dos clavas en cada fragmento, de manera perpendicular al hueso, los clavos se doblan hacia el lugar de fractura. Se unen las porciones dobladas mediante un pegamento (resina epóxica) vertido en un tubo o manguera, o utilizando un plástico termomaleable (hexalite). Las modificaciones al aparato de fijación externa tradicional (que requiere de tuercas y tornillos y es demasiado pesado) son especialmente útiles en los pacientes más pequeños. El peso y el costo del aparato pueden ser reducidos usando metil metacrilato, hexalite (material plástico maleable al calentarse) o resinas epóxicas como material de conexión. El uso de materiales ligeros permite al paciente utilizar la extremidad mucho antes, acelerando el proceso de rehabilitación. La fijación ósea externa ha sido utilizada en combinación con clavos de polipropileno intramedulares para conseguir una mejor cimentación.
Al colocar el aparato en un clavo de baja reacción corporal, se logra una mayor estabilidad y menor rotación. El clavo intramedular plástico no tiene que retirarse una vez que se ha retirado el aparato. Los aparatos de fijación externa requieren el mismo tiempo que los de fijación interna, es decir, un mínimo de 4 semanas para lograr la formación de un callo óseo. En algunos casos se pueden retirar antes. La decisión del tiempo indicado para la retirada de un aparato dependerá de la evidencia radiológica de la mineralización del callo óseo. Mientras exista evidencia radiológica de infección no se deberá retirar el apoyo aportado por el aparato.
Placas de Ortopedia
Las placas ortopédicas tienen un uso limitado en la cirugía aviar debido al pequeño tamaño requerido para la reparación y especialmente por lo delgadas y quebradizas que son las corticales delos huesos de las aves. Para que los tornillos de ortopedia puedan mantener la placa en su lugar, la rosca debe fijarse a la cortical ósea. En los huesos de las aves las corticales son tan delgadas que la rosca no puede fijarse lo suficientemente a éstas. Las placas pueden usarse en huesos con corticales gruesas, como el fémur de Gruiformes y Ratidiiformes. El metil metacrilato intramedular provee una base fuerte y una mejor fijación al tornillo de ortopedia, haciendo posible la colocación de placas, incluso en huesos con corticales delgadas. El método de reparación mediante placas se encuentra en investigación en la actualidad.

LUXACIONES
Muchas de las luxaciones observadas en aves son el resultado de un traumatismo intenso con un daño significativo a los tejidos blandos. La vuelta a la funcionalidad normal es infrecuente. Una reducción cerrada y el mantenimiento de esta reducción durante un lareducción usando un aparato de K-E transarticular durante un corto periodo de tiempo (de 3 a 5 días), puede provenir la re-luxación de la articulación. Debería seguirse con una fisioterapia activa para prevenir la anquilosis.

FISIOTERAPIA POSTOPERATORIA
La progresión básica de todo post-operatorio debe seguirse también en el caso de aves traumatizadas. La recuperación post-quirúrgica dependerá de la limpieza de la herida y de la localización quirúrgica, de la higiene del área de recuperación y del estado de salud general del paciente. Se recomienda cubrir la herida quirúrgica con un vendaje adhesivo semi-permeable (Tegaderm, 3-M Co., Minneapolis, Minnesota, E.U.A.) y mantener la antibioterapia durante la primera semana del post-operatorio. Aunque se utilicen clavos intramedulares metálicos o plásticos en la reducción de la fractura, se recomienda inmovilizar el miembro herido con un vendaje externo de apoyo. Se debe utilizar un vendaje en figura de ocho en caso de fractura a nivel de las falanges y hasta cúbito y radio. En caso de tratarse de una fractura de húmero, se recomienda un vendaje en figura de ocho apoyado con un vendaje al cuerpo del ave, a manera de faja, para evitar el movimiento del hueso afectado.
En casos de fémures fracturados se hace una excepción. Se debe procurar la mejor reparación posible y limitar el movimiento del ave, pues el peso de cualquier vendaje puede afectar negativamente las presiones físicas sobre el lugar de la fractura. Los fémures fracturados, con muy pocas excepciones, no se vendan. El tibiotarso y tarsometatarso pueden vendarse con vendajes de compresión, como el de Robert Jones, ó con férulas externas, como la de Johnson ó de Thomas. El material recomendado para vendajes de este tipo sería autoadherente, pero no adherirse al paciente. El Vet-Rap de uso veterinario, ó Coban de uso humano (3M Co., Minneapolis, Minnesota, E.U.A.) son idóneos debido a su plasticidad, ligereza, y relativo bajo costo. Pueden substituirse estos materiales con vendas de gasa, pero no se recomienda.
Los vendajes deben reemplazarse tres días después de la cirugía, revisando, además, la integridad de la herida quirúrgica. Todo vendaje debe reemplazarse por completo cada 7 días como máximo, y más frecuentemente de ser posible. El ave debe permanecer vendada hasta mostrar evidencia radiológica o clínica de formación de callo óseo. Esto lleva por lo menos entre dos y tres semanas, y un máximo de ocho semanas.
Una vez que ha sanado parcialmente el hueso afectado, se recomienda iniciar la fisioterapia del ave. Se debe mantener al ave afectada en una jaula o caja pequeña y limpia, preferiblemente de madera barnizada o de un material plástico flexible. Las perchas y superficies de la jaula se deben limpiar y desinfectar por lo menos dos veces por semana. Se pueden utilizar toallas o césped artificial en el piso de la jaula. Durante el tiempo que el ave permanece vendada, y hasta una semana después de quitar el vendaje, se debe limitar el movimiento del ave con la caja o jaula.
Una semana después de quitar clavos y vendajes, se debe proporcionar al ave un área de vuelo limitada, ya sea en un cuarto de vuelo con perchas y áreas de alimentación a diferentes niveles, o en jaulas de doble tamaño con dos perchas. Eventualmente, en cuestión de una o dos semanas, y después de comprobar que el ave es capaz de volar hasta la percha más alta, se puede iniciar el entrenamiento en un campo abierto o pasillo largo, en el caso de aves demasiado pequeñas para un fiador (mochuelos y cernícalos). El programa de ejercicio debe de incluir sesiones de vuelo corto (10 metros en aves pequeñas, como cernícalos, y 50 metros con águilas) en un campo abierto y con fiador. Se recomienda el utilizar fiadores de línea de pescar ligera (nylon con una fuerza de tensión de 20 kg.) en aves pequeñas y cuerda de paracaídas en águilas. El ave estará lista para liberarse cuando sea capaz de más de 30 vuelos de 30 metros en aves pequeñas y de 10 vuelos de 60 a 100 metros en águilas, con buena altura y capacidad de maniobrar. No se deben liberar aves con una sola garra ni con un solo ojo. Aunque existen casos aislados "exitosos" de supervivencia de estos animales, la regla general es que mueren al poco tiempo de su liberación.

CONCLUSIONES
El pronóstico de los traumatismos de baja intensidad observados frecuentemente en aves mantenidas como mascotas es bastante bueno. Por otro lado, los traumatismos en las aves rapaces son normalmente muy intensos en su origen y de naturaleza crónica. Además, la necesidad de una perfecta funcionalidad supone un bajo índice de liberación, especialmente cuando están involucradas fracturas en las alas. La evaluación realista y adecuada del ave considerada como candidato quirúrgico permite el incremento del índice terapéutico quirúrgico. Sólo deben someterse a la cirugía ortopédica las aves que presenten verdaderas posibilidades de una rehabilitación funcional total y cuyas heridas realmente requieran de una reparación interna o del apoyo de un aparato de fijación. En muchos casos el uso apropiado de vendajes de apoyo resulta tan efectivo y útil como la reparación quirúrgica. En la experiencia del autor, el uso de técnicas sencillas, tales como un clavo intramedular reforzado con cerclajes, sobrepasa el índice terapéutico observado en la utilización de técnicas más recientes y complejas, como el uso de materiales plásticos intraóseos. La vieja regla de más vale malo conocido... sigue siendo muy cierta en la cirugía ortopédica de las aves rapaces.












BIBLIOGRAFIA CITADA

BENNETT, R.A. and KUZMA, A.B. (1992). Fracture management in birds. J. Zoo and Wild Anim. Med. 23(l): 5-38.
BORMAN, E.R., PUTNEY, D.L. and JESSUP, D. (1978). Use of acrylic bone cement in avian orthopedics. J.A.A.H.A. 14:ó02-ó04.
BUSH, M. (1974). Avian orthopedics. Annu. Proc. Am. Assoc. Zoo Vet.: 11-113.
BUSH, M. (1977). External fixation of avian fracturas.J.A.V.M.A.171: 943-947.
BUSH, M., HUDGES, J.L., ENSLEY, P.K. and JAMES, A.E. (197ó). Fracture repair in exotics using internalfixation.J.A.A.H.A. 12:74ó-751.
BUSH, M. and JAMES, A.E. (1975). Some considerations of practice of orthopedics in exotic animals. J.A.A.H.A. 11: 587-594.
BUSH, M., MONTALI, R.J., NOVAK, G.R. and JAMES, A.E. (197ó). The healing of avian fracturas: a histologic xeroradiographic study. J.A.A.H.A. 12: 7ó8-773.
COLES, B.H. (1985). Avian Medicine and Surgery. Blackwell Scientific Publ., London.
DEGERNES, L.A., LIND, P.J., OLSEN, D.E. and REDIG, P.T. (1989).Evaluating avian fracturas for the use of methylmethacrylate orthopedic technique. J. Assoc. Avian Vet. 3(2): ó4-ó7.
ELKINS, A.D. and BLASS, C.E. (1982). Management of avian fracturas. Part-2: Pins and wires. Vet. Med./Small Anim. Clin. 77: 825-827.
HOWARD, P.E. (1990). The use of bone plates in the repair of avian fracturas. J.A.A.H.A. 2ó: ó13-ó22.
KUZMA, A.B. and HUNTER, B. (1991). A new technique for avian fracture repair using intramedullary polymethylmethacrylate and bone plate fixation. J. Am. Anim. Hosp. Assoc. 27: 239248.
LEVITT, L. (1989). Avian orthopedics. Comp. Cont. Educ. Pract. Vet. 11:899-929.SLATTER, D.H. (ed) (1985). Textbook of Small Animal Surgery. W.B. Saunders, Philadelphia, USA.
MacCOY, D.M. (1983). High density polymer rods as an intramedullary fixation device in birds. J.A.A.H.A. 19: 7óó772.
MacCOY, D.M. and REDIG, P.T. (1987). Surgical approaches to and repair wing fracturas. Proc. lst Conf. Zool. Avian M 5ó4-577.
MONTALI, R.J. and BUSH, M. (1975). Avian fracture repair; radiographic and histologic correlation. Ann-u. proc. Assoc. Zoo Vet.: 150-154.
OROSZ, S., ENSLEY, P.K. and HAYNES, C.J. (1992).Avian Surgical Anatomy: Thoracic and Pelvic Limbs. W.B. Saunders & Co, Philadelphia, PA, USA.
PUTNEY, D.L., BORMAN, E.R. and LOHSE, C.L. (1983). Methylmethacrylate fixation of avian humerus fracturas: a radiographic, histologic study. J.A.A.H.A. 19: 773-782.
REDIG, P.T. (197ó). A clinical review of the orthopedic techniques used in rehabilitation of raptors. Zoo and Wild Animal Medicine (ed. por M.E. Fowler, W.B.), p s: 4ó- 53.
Saunders & Co, Philadelphia, PA, usa.
REDIG, P.T. (198ó). Basic orthopedic surgical techniques. Clinical Avian Medicine and Surgery (Ed. por G.J. Harrison and L.R. Harrison, W.B. Saunders & Co), Philadelphia, PA, USA.
WITHROW, S.J. (1982).. General principles of fracture repair in raptors. Compend. Cont. Educ. Pract. Vet. 4: 11ó-121.
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Notapor Hálcon del Céfiro » 14 May 2004, 21:16

Oftalmología en las Aves

Primera Parte: Anatomía, Examen, y Técnicas Diagnósticas
A.a Michelle Willis, DVM, and David A. Wilkie, DVM, MS


Traducido por Marco Compagnucci Sánchez, DVM
Editado por Tania Monreal Pawlowsky

Translated and reprinted with permission from The Journal of Avian Medicine and Sugery.
The Journal of Avian Medicine and Sugery No.13, Vol.3.


Abstract: En la primera parte de este informe se provee de una revisión de la anatomía ocular básica de las aves, y son repasados los pasos para realizar un examen oftalmológico completo de las aves. Adicionalmente se revisan de forma general las técnicas diagnósticas oftalmológicas.

Palabras clave: Oftalmología aviar, anatomía ocular, examen oftalmológico, técnicas diagnósticas oftalmológicas.


Introducción
La medicina aviar como especialidad continúa evolucionando, y con esta evolución aparece un aumento del interés en una variedad de subespecialidades órgano-específicas involucradas en el manejo clínico de aves de compañía y de aviario. Los objetivos de este artículo son 1) repaso de la anatomía básica del ojo de las aves, 2) discutir el examen oftalmológico y los procedimientos de diagnóstico, y 3) dar una visión general de los procesos oftalmológicos que afectan a las aves de compañía, con énfasis en las psitácidas. Las primeras dos secciones se discutirán en la primera parte, mientras que las enfermedades oftalmológicas serán repasadas en la segunda parte.


Anatomía del ojo de las aves

Anexos
Los párpados de las aves son finos y algunas veces transparentes. El párpado inferior normalmente tiene una lámina fibroelástica tarsal.1 Las glándulas de Meibomio están ausentes.2 La conjuntiva es morfológicamente similar a la de los mamíferos. Aunque no documentado en aves de compañía, un tejido linfoide asociado a la conjuntiva ha sido caracterizado en pollos; este tejido probablemente está asociado a inmunidad local.3,4 La membrana nictitante está bien desarrollada y es de movimiento activo. En muchas especies de aves, esta estructura está localizada en el aspecto dorsonasal del ojo por encima de la córnea, y se mueve por la contracción del músculo piramidalis o piramidal, que tiene su origen en la esclerótica posterior.5 El tendón del músculo piramidalis gira alrededor del nervio óptico a través de un cabestrillo formado por el músculo quadratus o cuadrado. Los dos músculos están inervados por el VI par craneal.6 No hay ninguna glándula propia de la membrana nictitante; sí hay una glándula lacrimal inferotemporal al globo, y una glándula de Harder está adyacente a la esclerótica posterior, cerca de la base de la membrana nictitante, pero no como parte de esta. Los músculos extraoculares oblicuo y recto son delgados y están poco desarrollados, y ningún grupo de músculos retrobulbares verdaderos está presente. Movimientos de la cabeza son los que compensan la poca movilidad del globo ocular. Dos puntos lacrimales drenan secreciones al conducto nasolacrimal y a la cavidad nasal.
La órbita de las aves es grande e incompleta.5,7 Los senos paranasales del cráneo de un ave (en especial el seno infraorbital) están normalmente involucrados en enfermedades respiratorias de vías altas y, debido a su proximidad con la órbita, pueden acabar involucrados en enfermedad orbital secundaria y enfermedad del globo.

Globo
Existen tres tipos de formas de globos: planos, tubulares, y globulares. La forma está dictada por la presencia de cartílago en la esclerótica posterior y por los osículos esclerales, los cuales reposan caudales al limbo como una serie de membranas óseas imbricadas.5 En psitácidas y paseriformes, que normalmente tienen cráneos estrechos, la forma típica del globo es la plana, con una longitud antero-posterior corta y con segmentos posteriores del hemisferio relativamente grandes.

Segmento anterior
La córnea de las aves es más fina que la de los mamíferos y tiene una capa de Bowman (membrana limitante anterior consistente en una fina capa de estroma condensado) por debajo del epitelio, similar al de la córnea humana.5 El iris contiene pigmentos lipocromos, que varían de color entre aves de diferentes especies, edad y sexo. La musculatura del iris de las aves está compuesto principalmente por fibras de músculo estriado, con cantidades variables de fibras no estriadas.9 El músculo estriado permite que la función pupilar esté parcialmente bajo control voluntario.5 La lente del cristalino está rodeada por una cápsula que contiene un epitelio metabólicamente activo en su porción anterior.10 La región ecuatorial contiene una almohadilla anular que no es ópticamente activa pero que puede tener una función nutritiva. El córtex o córtice y el núcleo abarcan la mayor parte del tejido. En las aves, el proceso de acomodación tiene mucha más variación interespecífica e intervienen una combinación de cambios en la curvatura córneal, movimiento anterior y deformación de la lente.10

Segmento posterior
El humor vítreo de las aves es comparable al de los mamíferos. La anatomía del fondo ocular de las aves, en cambio, es única en muchos aspectos. La retina es atapetal (no poseen tapetum lucidum) y avascular, nutrida primariamente por la membrana coroides, que se encuentra localizada bajo la retina. El pecten, una estructura tipo abanico altamente pigmentada y vascularizada, se proyecta en el humor vítreo desde la cabeza del nervio óptico.11 Esta estructura tiene varias supuestas funciones; muchos investigadores creen que funciona para la nutrición retiniana aciliar (independiente de los cuerpos ciliares).12 Bastones y conos fotoreceptores están presentes en la retina de las aves, conteniendo los conos gotitas de aceite. Aunque su función exacta sea desconocida, se cree que estas gotitas filtran la luz que entra en los conos.13 Un área centralis (región de alta densidad en conos) está normalmente presente, pero la presencia y número de fóveas (un foso retinal donde las capas más internas de la retina se han echado a un lado para permitir la estimulación de los conos por la luz directa) es especie dependiente.5 Como se ha indicado anteriormente, la cabeza del nervio óptico se encuentra situada por debajo del pecten, lo que oscurece su visión oftalmoscópica. En las aves, hay un 100% de decusación del nervio óptico.

Examen Ocular y Técnicas Diagnósticas
Anamnesis y examen físico
Realizar una buena anamnesis en la que se incluya la duración y las características del problema ocular es esencial. Hay que prestar especial atención al apetito, la dieta, el manejo, transporte reciente o exposición a otras aves, enfermedades anteriores y signos concurrentes de enfermedad sistémica (tipo y color de las heces y uratos; calidad de las plumas, pico y piel; prurito; cambios de comportamiento). Muchos de los signos clínicos de las enfermedades primarias oftalmológicas (hiperemia conjuntival, descarga ocular, uveitis anterior, exoftalmia) pueden acompañar a enfermedades sistémicas infecciosas o no infecciosas, por lo que uno debe examinar el ojo siempre fijándose en el estado físico general. Por esta razón, las pruebas hematológicas y los análisis bioquímicos del plasma son componentes estándar de los datos básicos en casos de aves que presentan problemas oftalmológicos.
En general, las técnicas de examen oftalmológico utilizadas en otros animales, como la tinción con fluoresceína, examen citológico, cultivos bacterianos y fúngicos, y tonometría, pueden utilizarse en aves, con el factor limitante en algunos casos del pequeño tamaño del ojo. Para ser consistente y preciso, es mejor aplicar un método sistemático para el examen ocular, siendo el mismo para todas las especies. Antes del examen focalizado o enfocado, se debe examinar la apariencia general de la cabeza y de la región periocular. Evaluar la posición ocular, movilidad y simetría del globo, así como tamaño y simetría de las pupilas. Se debe observar el estado de las plumas perioculares y buscar indicios de descarga ocular, incluyendo descarga de los ollares o nostrilos, lo cual puede indicar que el tracto respiratorio superior está también relacionado con el problema.

Evaluación de la visión y la función de los nervios craneales
En las aves, el valorar la visión puede ser todo un reto. Muchas aves tienen un comportamiento de no confrontación o desplazamientos de la membrana nictitante más que una respuesta de amenaza, que es fácil de obtener en muchos mamíferos de compañía. Pérdida unilateral de visión está algunas veces asociada con posturas anormales o ladeos de la cabeza.14 Algunas aves se fijarán en un objeto de color brillante y seguirán su movimiento. El movimiento de los párpados y su funcionalidad pueden ser evaluados con un golpecito suave en la parte lateral o medial de la región periocular. Se puede realizar mediante un toquecito suave con la yema del dedo o con un hisopo. Un hisopo también puede ser utilizado para valorar la sensación corneal: estirando una hebra del algodón para cosquillear la córnea, acercándose lateralmente al ave (para no estimular la visión). Las aves no tienen músculos de expresión facial;15 el músculo obicularis oculi está documentado como inervado por la rama mandibular del V par craneal.16
El reflejo pupilar a la luz se puede obtener en las aves, pero su interpretación se complica por el hecho de que la constricción y dilatación pupilar pueden ser voluntarias, incluso sin una estimulación retinal directa. Debido a que los nervios ópticos se decusan completamente, un reflejo consensuado a la luz no es anticipado.17 La respuesta aparente observada en el ojo contralateral ha sido atribuida a la estimulación indirecta de la retina contralateral a través del fino hueso orbital. Sin embargo, esta teoría ha sido recientemente desafiada por la observación de que 13 de 18 gallinas con una sección unilateral experimental del nervio óptico no exhibieron una respuesta directa en el ojo operado pero sí una respuesta indirecta. Los ojos no operados mostraron respuestas directas pero no indirectas.18
Un examen más preciso del ojo de las aves requiere de una contención cuidadosa, una fuente de luz focal brillante, e idealmente algún método de magnificación. Un ave puede ser contenida con una toalla enrollada bajo el cuello y alrededor de las alas; el que aguanta al ave puede sostener la cabeza por la base del cráneo para tener una mayor estabilidad de la cabeza. Si una contención provoca estrés, puede ser necesario el uso de anestesia inhalada para facilitar el examen.




















Figura 1: Toma de muestra del fórnix conjuntival dorsal de una cacatúa para cultivo bacteriológico.

Evaluación de la producción de lágrimas
Williams da como datos del test de Schrimer 8 ± 1.5 mm (media + - DS) en grandes psitácidas como el loro gris africano (Psittacus erithacus) y 4 ± 1 mm en pequeñas especies como loris y coenuros ( las tiras estándar de 6 mm se recortan a 4 mm para facilitar su uso en las pequeñas bolsas conjuntivales).8 La producción de lágrimas también puede ser estimada por el test de rojo fenol, que ha sido recientemente valorado en perros.19 Aunque este test aún no ha sido evaluado de forma crítica en aves, el menor tiempo requerido para realizar el test y el fino calibre del hilo pueden hacer de éste un método apropiado para comparar resultados entre aves de la misma especie. Siempre realizar los test de lágrimas antes de aplicar cualquier sustancia en la superficie ocular.

Cultivos
Muestras para cultivos y determinación de sensibilidad antibiótica deberán ser tomadas antes de aplicar ningún anestésico tópico. La conjuntiva del párpado superior, que es menos móvil, es la recomendada para tomar muestras con mayor facilidad (Figura 1); Las muestras de la córnea deben ser tomadas del centro y de los márgenes de la región afectada. Hisopos pequeños de rayón o de algináto de calcio (p.e. Mini-tip, Becton Dickenson Microbilogy Systems, Cockeywsville, MD, USA, o Calgiswab, Spectrum Laboratories, Dallas, TX, USA) son más compatibles con la pequeña anatomía del ojo de las aves y son mejores que los grandes a la hora de evitar que se contaminen con los márgenes de los párpados o la piel facial. Las muestras tomadas con torundas pueden cultivarse en un medio apropiado para bacterias y hongos inmediatamente. Si va a haber un retraso entre la toma de muestras y el cultivo, asegurarse de que la muestra se guarde en un medio de transporte húmedo. Intentos de aislar Chlamydia o Mycoplasma puede requerir de mayor cuidado en el manejo y en los requerimientos de crecimiento. Antes de tomar las muestras, contactar con el laboratorio para recomendaciones específicas en el envío de muestras.
En un estudio de la flora conjuntival del ojo de 117 aves exóticas (5 ordenes) cautivas y clínicamente normales se aislaron bacterias en el 83% y hongos en el 14% de los animales.20 En psitácidas, Staphylococcus o Corynebacterium fueron las especies predominantes identificadas, mientras que en las aves no psitácidas, una población bacteriana mixta era más común. Organismos Gram-negativos fueron aislados con más frecuencia en Struthioniformes y Anseriformes; este hecho puede estar relacionado con los hábitos alimentarios y el ambiente de estos órdenes. Mycoplasma no fue detectado, pero los autores comentaron que el método podría no haber sido el adecuado. El examen citológico de las células conjuntivales de las aves seleccionadas no revelaron inclusiones de Clhamydia; Sin embargo, el número de aves examinadas no fue precisado.

Examen del segmento anterior
El segmento anterior del ojo puede ser examinado con magnificación (p.e, una lupa de cabeza o unas lentes de magnificación) y una fuente de luz brillante (p.e, un transiluminador Finhoff, un otoscopio de cabeza, o, idealmente, una lámpara de hendidura o el rayo partido de un oftalmoscopio directo). El párpado inferior es mucho más móvil que el superior. La membrana nictitante es muy móvil y es la responsable de repartir la película lacrimal por la córnea. La membrana nictitante es de clara a moderadamente opaca, dependiendo de la especie, y se mueve rápidamente a través de la córnea. Cuerpos extraños pueden quedar atrapados bajo la membrana nictitante, provocando una irritación e inflamación considerables. El margen principal del tercer párpado puede sujetarse con un fórceps atraumático (p.e. un fórceps Graefe) para su examen. La córnea debe estar limpia y húmeda. La esclerótica no se puede observar en muchas aves debido a la estrecha inserción de los párpados en el limbo. Enfocando un fino rayo de luz en la córnea y observando entonces cualquier dispersión de luz en la cámara anterior es el método utilizado para valorar la claridad de la cámara. La apariencia del iris varía entre las diferentes especies, pero debe tener una textura suave y uniforme. La vasculatura del iris es extensa pero puede estar oscurecida por los pigmentos.5 La superficie anterior de la lente es casi plana en psitácidas; debe ser suave y ópticamente limpia.
Las pupilas de las aves no pueden ser dilatadas con medicamentos; sin embargo, parece que hay diferencias entre especies así como sensibilidades a la absorción sistémica aparente de estas sustancias.9 En un estudio con cacatúas (Cacatua sp.), loro gris africano, y amazonas de frente azul (Amazona aestiva), fueron evaluados varios medicamentos tópicos autónomos y curariformes con y sin agentes de superficie.9 Vecuronium ó vecuronio (1 gota seguida de 1 gota 2 minutos después de una solución de 0.8 mg/ml de 0.9% NaCl) sin la administración de agentes penetrantes de superficie en un ojo produjo una dilatación pupilar más consistente y grande en las tres especies, con mínimos efectos secundarios.9 Cuando un agente de superficie (1% saponina) fue añadido al vecuronium, una cacatúa tuvo un colapso y murió antes de que se le pudiera administrar la neostigminia. Este resultado fue atribuido a la absorción sistémica aumentada de vecuronium provocada por el agente de superficie, ya que el mismo paciente no desarrolló efectos secundarios sistémicos cuando se le dio la misma dosis de vecuronium sin la saponina. Se recomienda monitorear la respiración , y se debe tener una anticolinesterasa (p.e. neostigminia) para administrarse inmediatamente vía endovenosa en el caso de darse una complicación. A menudo, la pupila se puede dilatar lo suficiente sólo oscureciendo la habitación y utilizando un nivel bajo de iluminación para examinar el fundus.14

Examen del segmento posterior
El cuerpo del vítreo debe ser transparente y estar formado. Hebras opacas del vítreo, hialosis asteroide, y sineresis (licuefacción del vítreo) pueden indicar una inflamación intraocular anterior. La retina de las aves es típicamente gris, con grados variables de pigmento y matices rojizos asociados a la coroides que se encuentra por debajo. El pecten fuertemente pigmentado, con forma de acordeón, se posa sobre la cabeza del nervio óptico, oscureciendo su visualización. El segmento posterior puede ser examinado por oftalmoscopía directa o indirecta. Los mejores resultados se obtienen mediante oftalmoscopía indirecta con una fuente de luz focal y una lente condensadora (una 28D, 30D, 40D, 60D, o 90D, pueden ser útiles, dependiendo del tamaño del ojo).

Evaluando la presión intraocular
El uso del tonómetro de Schiotz es sólo conveniente en grandes aves, e incluso entonces el instrumento puede ser molesto para el examinador y estresante para el animal. El Tonopen (Tonopen-XL, Mentor O&O, Norwell, MA,USA), un tonómetro de aplanación, ha demostrado que puede dar lecturas en ojos con un diámetro corneal mínimo de 9 mm (p.e. el ojo de un loro amazonas)21 (Figura 2). Con diámetros corneales de 5 mm (p.e, el ojo de una carolina) a 9 mm, la lectura resulta limitada, y con diámetros corneales inferiores a 5 mm (p.e, el ojo de un periquito), las lecturas no son fiables. En una serie de exámenes tonométricos en 275 aves con ojos sanos, los datos de presión intraocular fisiológica, tomados con Tonopen, fueron entre 9.2 y 16.3 mm Hg. Se deben aplicar anestésicos tópicos sobre la superficie corneal de 10 a 15 segundos antes de medir la presión intraocular. De forma alternativa, la presión intraocular puede ser estimada presionando levemente una torunda de algodón húmeda contra la córnea anestesiada.14 En un ojo normal, la córnea cederá sólo un poco (1-2 mm) y de forma simétrica con el otro ojo, mientras que con hipotonía (asociado con uveitis), la córnea cederá mucho más. Presión intraocular aumentada también puede ser estimada con este método, y los resultados pueden acompañarse por otro tipo de indicadores de glaucoma.



















Figura 2. La presión intraocular puede estimarse de manera confiable con un tonómetro de aplanado (Tonopen-XL, Mentor O&O, Norwell, MA, USA) en aves de tamaño mayor (ej: aquellas con diámetros corneales de >9mm) después de administrar un anestésico tópico.

Examen citológico
Los casos en que está indicado un examen citológico incluyen conjuntivitis y úlceras corneales que van acompañadas de un infiltrado inflamatorio. También masas perioculares, como aquellas que impliquen los senos o los párpados, deberían ser aspiradas para ser examinadas. Para obtener una muestra conjuntival, la superficie palpebral del párpado superior es de más fácil acceso. Una gota de anestesia tópica debería administrarse de 15 a 20 segundos antes de tomarse la muestra, y cualquier exceso se puede retirar con una torunda de algodón. Las células de la conjuntiva o de la córnea se pueden debridar fácilmente con una espátula estéril de platino Kimura (Storz, St. Louis, MO). De forma alternativa, un pequeño cepillo estéril puede ser utilizado para exfoliar células conjuntivales o corneales.22 Las células obtenidas se depositan sobre un porta; las células se fijan y tiñen para el examen citológico.

Imágenes
La anatomía radiográfica del cráneo de una psitácida ya se ha descrito anteriormente.7,23 y la radiología es un buen método de evaluación de la órbita y osículos escleróticos en busca de fracturas, inflamaciones sospechosas o lesiones neoplásicas de los huesos o de algún seno. Los ultrasonidos nos pueden permitir examinar el ojo en caso de opacificación corneal o de las lentes, así como para delimitar lesiones retrobulbares.24



Electrodiagnóstico
El electroretinograma, que nos indica la funcionalidad de los fotoreceptores retinales, ha sido evaluado en pollos y rapaces.25,26 Sin embargo, aún no se han establecido valores de referencia para psitácidas. Como en los mamíferos, la indicación primaria para una electroretinografía es para determinar la degeneración retinal de los fotoreceptores como causa de una disfunción visual y para asesorar sobre la función retinal antes de una cirugía de cataratas.

Consideraciones prácticas para cirugías oftalmológicas en las aves
Se requiere anestesia general para la mayoría de los procedimientos quirúrgicos del ojo y de sus anexos. De especial consideración es la depresión cardíaca asociada con la manipulación del globo. El reflejo oculocardíaco ha sido recientemente documentado con secuelas fatales en una carolina,27 cuyo ejemplo ilustra la importancia de este fenómeno en las aves. El reflejo oculocardíaco se manifiesta como un reflejo trigémino-vagal, con la vía aferente extendiéndose por la rama oftálmica del nervio trigémino hasta los ganglios de Gasser. La ruta eferente va a través del nervio vago y termina en el músculo cardíaco, donde enlentece el ritmo del sinus y disminuye la conducción y contractibilidad.28 Para prevenir una depresión cardíaca debida a este reflejo, se debe manipular el ojo de forma discontinua, dar una presión de ventilación positiva y administrar un agente anticolinérgico intravenoso.
Incluso una máscara facial pequeña puede impedir el acceso a la región ocular y periocular durante la cirugía; así pues, se recomienda intubación endotraqueal. En aves, la perfusión anestésica en los sacos aéreos puede ser una alternativa para las cirugías oculares. La principal ventaja de ésta vía de administración incluye el disponer de un acceso libre a la cabeza para procedimientos en el ojo y mantener o disminuir la presión intraocular.29 La perfusión anestésica en los sacos aéreos consiste en una perfusión retrógrada del sistema de sacos aéreos pulmonares a través de un catéter de percusión en el saco aéreo torácico caudal izquierdo. Se recomienda monitorear la oxigenación mediante un pulsioxímetro, ya que la perfusión en los sacos aéreos causa una apnea reversible debido a que la reducción de la presión parcial de dióxido de carbono corta la estimulación del centro respiratorio.
Procesos quirúrgicos habituales incluyen extracción de masas perioculares, enucleación,8,30 evisceración,31,32 irrigación de los senos,33 y reparación de laceraciones que incluyan los párpados o la membrana nictitante. La selección adecuada, cuidado, y uso de instrumentos oftálmicos es vital para el éxito de la cirugía, habiéndose revisado este tema recientemente.34 Para obtener resultados óptimos, utilizar magnificación (X4 – 10), manipular los tejidos con cuidado y de manera precisa con instrumentos para esos cometidos, y utilizar material de sutura (6-0 o menor) apropiado para el tejido que se va a reparar. Los principios básicos de la cirugía de la región periocular en aves son similares a los seguidos en grandes animales; sin embargo, lo esencial es minimizar las pérdidas de sangre. El uso de torundas de algodón, esponjas absorbentes de celulosa ( Weck-Cel, Xombed Surgical Products, Jacksonville, FL, USA), espuma hemostática (Gelfoam, Upjohn, Kalamazoo, MI,USA), y un radiocauterio bipolar pueden ser de ayuda en caso de pérdida de sangre. Un láser quirúrgico de CO2 (Accuvet CO2 Surgical laser, Luxar-ESC Medical, Bothell, WA, USA) ha sido desarrollado para ser utilizado en procesos quirúrgicos de aves, incluyendo la excisión o vaporización de masas en los párpados.35 El láser de CO2 corta mientras cierra los vasos, y gracias a la habilidad para ajustar la fuerza e intensidad de la energía, nos asegura un mínimo daño colateral de los tejidos vecinos. Cinco vatios proporcionados con una punta de 0.3 mm (para cortar) o con una punta de ablación de 0.8 mm al 40% de potencia (para vaporización) es lo recomendado para masas en los párpados. Una protección y lubrificación adecuada del ojo son necesarias durante la cirugía.
Un Saludo
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Notapor Zarza » 15 May 2004, 16:23

Muchas gracias Cefiro!!!
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Notapor Hálcon del Céfiro » 16 May 2004, 05:51

De nada.

Saludos
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Notapor Hálcon del Céfiro » 16 May 2004, 05:52

Oftalmología en las Aves
Segunda Parte: Revisión de las Enfermedades Oftalmológicas
A. A. Michelle Willis, DVM, y David A. Wilkie, DVM, MS

Traducido por Marco Compagnucci Sánchez, DVM
Editado por Tania Monreal Pawlowsky

Translated and reprinted with permission from The Journal of Avian Medicine and Sugery.
The Journal of Avian Medicine and Sugery No.13, Vol.4

Abstract: Los procesos que afectan los tejidos oculares de las aves incluyen anormalidades del desarrollo, enfermedades infecciosas, procesos degenerativos y neoplásicos, y heridas traumáticas. Manifestaciones oculares son comunes en aves con enfermedades respiratorias y sistémicas. El objetivo de este artículo es repasar las enfermedades oftalmológicas de las aves enfocado a las aves de compañía y las de aviario.

Palabras clave: Oftalmología aviar, enfermedades oculares.


Introducción

La mayoría de la literatura enfocada a la etiología y al manejo de las enfermedades oftalmológicas de las aves se encuentra en forma de casos clínicos individuales o pequeñas series de casos. Se pueden encontrar excelentes revisiones de las enfermedades oftalmológicas de las rapaces, aves de laboratorio y aves de producción.1-6 En la segunda parte de este informe, se revisan observaciones documentadas e investigaciones de enfermedades oftalmológicas de las aves, enfocadas a aves de compañía y a pájaros de aviario. [Nota Ed:”Oftalmología de las Aves Primera Parte: Anatomía, Exploración y Técnicas Diagnósticas” publicado en J. Avian Med Surg, 13(3):160-166.]


Anormalidades Congénitas

En aves de compañía, las anormalidades del desarrollo que afectan al ojo no se dan frecuentemente. Criptoftalmos se refiere a la condición en la que el párpado se encuentra de forma continua sobre la órbita, y, en su forma extrema, ni siquiera es visible el margen ciliar. Diferentes grados de criptoftalmos parcial han sido documentados en cuatro carolinas ( Nymphicus hollandicus).7 Intentos de crear una fisura palpebral de manera quirúrgica no tuvieron éxito en estas aves, retornando el tejido al estado pre-operativo en cuestión de meses. En una cacatúa (Cacatua Sp.) de 6 meses de edad, se consideró una causa congénita para la presencia de un simblefaron entre el párpado superior y el tercer párpado, con lagoftalmos y una queratitis resultante a la exposición.8 Una cantorrafía parcial lateral permanente resolvió la queratitis. Descarga ocular crónica ha sido documentada en una Cacatúa blanca (Cacatua alba) con atresia coanal y drenaje anormal de los conductos nasolacrimales asociado.5 Han sido documentados ectropion y queratopatía por exposición en carolinas.5


Enfermedades infecciosas e Inflamatorias

Enfermedades víricas, bacterianas, fúngicas, protozoarias y parasitarias causan lesiones oculares en una gran variedad de especies de aves. La presentación de la enfermedad puede variar (Fig.1), ya que estos agentes pueden producir únicamente una enfermedad oftalmológica local o manifestaciones oculares que resultan de infecciones sistémicas. Complementando la información diagnóstica del examen físico y tests sanguíneos, se puede obtener información del examen citológico, de los cultivos (bacterianos, fúngicos y virales) de tejidos afectados y del examen histológico o de la microscopía electrónica de las biopsias de éstos. Tests biológicos moleculares para detectar antígenos diana o ADN han sido desarrollados para una amplia variedad de agentes microbianos que afectan a las aves.


Infecciones víricas

El poxvirus aviar es una causa prevalente de enfermedad ocular en una gran variedad de especies de aves de compañía.9-14 Muchas de las variedades del virus existentes están adaptadas a varios huéspedes aviares, pero todas son consideradas variantes del Poxvirus avium.15 Los portales de entrada incluyen la piel y los tractos alimentario y respiratorio. Las lesiones oculares iniciales del poxvirus aviar se ven comúnmente a los 10-14 días post- infección e incluyen epífora y blefaritis. Las úlceras corneales son comunes y pueden progresar hasta la perforación. De 12 a 18 días después de la infección se forman costras secas alrededor del margen del párpado que pueden llegar a obliterar la fisura palpebral. Infecciones bacterianas o fúngicas secundarias pueden empeorar los signos clínicos, y las lesiones orales concurrentes pueden dificultar la alimentación, resultando en una pérdida de peso. El Poxvirus es contagioso, y brotes eporníticos han sido documentados en aviarios y estaciones de cuarentena.10 El diagnóstico se confirma mediante examen histopatológico, identificando vesículas intraepiteliales, hiperplasia de la epidermis e inclusiones intracitoplasmáticas eosinofílicas. El tratamiento con antibióticos tópicos y sistémicos se considera de apoyo y va dirigido a las infecciones secundarias. La limpieza cuidadosa del área periocular para retirar los restos secos de la descarga ocular debería ser seguido por la aplicación de una crema oftálmica antibiótica de amplio espectro. No se deberían retirar las costras que produce el poxvirus, ya que el tejido inferior sangrará. En los primeros estadios de la enfermedad, la terapia con vitamina A ha resultado clínicamente efectiva, reduciendo la severidad de la infección.13 Las secuelas de la infección por poxvirus incluyen cicatrices en los párpados y queratitis secundarias debidas a la abrasión mecánica o a la exposición; simblefaron; uveitis; cataratas; enoftalmos; ptisis bulbi; y epífora crónica por oclusión nasolacrimal puntual.
Han sido descritas otras manifestaciones oftálmicas causadas por diferentes virus. El virus reticuloendotelial ha sido implicado en la patogénesis del linfosarcoma orbital en pavo real (Pavo cristatus). Un virus tipo papiloma fue detectado mediante microscopía electrónica de biopsias realizadas a loros grises africanos (Psittacus erithacus) con blefaroconjuntivitis nodular proliferativa y lesiones cutáneas asociadas.17 Inclusiones de papovavirus fueron encontradas en los párpados de periquitos (Melopsittacus undulatus) con blefaritis.18 Un brote de conjuntivitis y casos respiratorios fue descrito en finches australianos, siendo identificadas partículas con las características ultraestructurales de un citomegalovirus en los tejidos afectados.19 Inclusiones de un tipo de adenovirus fueron identificadas en la conjuntiva inflamada de los riñones de agapornis (Agapornis personata) que fueron eutanasiados durante un brote epornítico.20 Al igual que en las infecciones de poxvirus, la terapia contra otras infecciones virales es de apoyo. Se recomienda aislar los individuos enfermos de los sanos, y cualquier nuevo individuo debe pasar una cuarentena antes de ser introducido en la colección. La vacunación es un tema controvertido.


















Figura 1. Un pionus (Pionus Sp.) con pérdida de plumas en la región periocular, blefaroespasmo y descarga serosa ocular. Después de que el ave fuese anestesiada para un examen oftalmológico, se hizo evidente una severa queratitis ulcerativa, presumiblemente secundaria a un trauma.

Infecciones bacterianas

Conjuntivitis, queratitis, blefaritis, uveitis e inflamación periocular asociada a sinusitis son las manifestaciones más comunes de infecciones bacterianas. Blefaritis estafilococócica y queratoconjuntivitis fueron diagnosticadas en un gran grupo de loros amazonas introducidos en Japón.21 En loros, queratoconjuntivitis por Clhamydia ha sido observada como una infección local así como en asociación con clamidiasis generalizada. 22 Mycoplasma gallisepticum23,24 y Haemophilus paragallinarum24 fueron aislados de finches comunes (Carpodacus mexicanus) con conjuntivitis. La terapia con fluoroquinolona tópica y tartro de tilosina oral ha sido notada como efectiva frente a aves afectadas de Mycoplasma gallisepticum.25 Una bacteria tipo Haemophilus fue aislada de la conjuntiva de una carolina con blefaritis unilateral y conjuntivitis severa.26 Especies de Mycoplasma han sido propuestas como causantes de conjuntivitis en carolinas,27 frecuentemente asociada con enfermedad respiratoria de vías altas y bajas. Las infecciones micobacteriales han sido asociadas con queratitis en loro de Maximilian (pionus maximiliani),28 inflamación retroorbital en loros amazonas de nuca amarilla (Amazona ochracephala auropalliata),29 y blefaritis en amazonas de frente roja (Amazona autumnalis).30 Sinusitis infraorbital crónica y supuración periorbital han sido asociadas con infecciones de Nocardia asteroides en otra amazona de frente roja (Amazona autumnalis).31 Una amazona común (A. Amazonica) con sinusitis desarrolló un absceso supraorbital bilateral.32 Se aisló Pseudomonas aeruginosa de las coanas y del absceso supraorbital. La uveitis formó parte de una septicemia causada por una especie de Staphylococcus coagulasa positiva en agapornis.
La terapia antimicrobiana puede ser efectiva en aves con una infección bacteriana, administrando el agente apropiado y si el ave se deja tratar (tópico, sistémico, o ambos). Las infecciones de los senos se pueden curar si se tratan a tiempo; sin embargo, las sinusitis crónicas son más problemáticas y puede llegar a ser necesario el drenaje y lavado de los senos. Esta técnica ha sido descrita con anterioridad.33



















Figura 2. Una cacatúa con una proptosis ocular traumática complicada por una infección secundaria con Aspergillus Sp. La solución fue la enucleación.


Infecciones micóticas

Manifestaciones oftalmológicas de enfermedades micóticas respiratorias o diseminadas han sido documentadas en aves de compañía y aviarios. La enfermedad intraocular y orbital asociada a cryptococccosis diseminada en una cacatúa de las Molucas (Cacatua moluccensis) fue verificada en la necropsia.34 Lesiones corneales y conjuntivales gris-blanquecinas fueron observadas en psitácidas infectadas por Candida albicans.35 Infecciones fúngicas oportunistas pueden complicar lesiones traumáticas en tejidos oculares (Fig.2).


Protozoos

Toxoplasma gondii ha sido identificado en el tejido ocular y del sistema nervioso central de canarios (Serinus canaria) con ceguera.36 Las lesiones oculares incluían coroiditis, desprendimiento de retina, neuritis óptica y miositis periorbital.


Parásitos

Las infecciones por Knemidokoptes pilae pueden causar lesiones escamosas proliferativas e hiperplásicas en el área periorbital del pico, cloaca y patas. La inmunosupresión selectiva y predisposición genética pueden estar asociadas con una infección.5 Los ácaros se pueden detectar mediante un raspado de piel. La terapia con ivermectina (diluida 1:8 en propylen glicol y administrada a 200 µg/Kg vía subcutánea u oral) normalmente resulta efectiva.27
Varios nemátodos han sido documentados como los causantes de infectar el tejido periocular de aves de compañía y de aviario. Un gusano translúcido de movimiento rápido fue detectado entre el globo y la membrana nictitante de un joven loro del Senegal (poicephalus senegalus) con un historial de blefaroespasmo unilateral y conjuntivitis moderada.37 Una sola aplicación de 0.125% de bromuro de demecarium, una inhibidor de la colinesterasa, fue utilizada para acabar con los gusanos, los cuales fueron extraídos del fórnix conjuntival mediante un lavado de solución salina estéril. Estos gusanos fueron identificados como Thelazia sp., y las moscas son consideradas los huéspedes intermediarios. Los nemátodos de Oxyspirura sp. pueden causar conjuntivitis, chemosis y prurito periocular en aves infectadas. El parásito, en su huésped intermediario, la cucaracha, es ingerido por el ave. Después de esto la larva migra desde el buche hacia el esófago, llegando al fórnix conjuntival por el conducto nasolacrimal. Los nemátodos de Oxyspirura han sido encontrados en astillas de madera38, y se han documentado como comunes en las cacatúas. Una única dosis de ivermectina tópica (rango de la dosis 0.005-0.05 mg) fue efectiva para eliminar nemátodos de Oxyspirura del saco conjuntival de pollos experimentalmente infectados. Por otro lado, la ivermectina no fue efectiva al administrarse por vía oral o intramuscular.


Deficiencias Nutricionales

Es común encontrar hipovitaminosis A en aves alimentadas únicamente con semillas. La conjuntiva y tracto respiratorio, así como otros sistemas corporales, se pueden ver afectados.39 La inflamación de los párpados puede estar causada por la hiperqueratosis de la conjuntiva, y una epífora puede ser resultado de la oclusión de los conductos nasolacrimales debido a un engrosamiento del epitelio. Estas superficies mucosas pueden ser más susceptibles a infecciones bacterianas, virales o fúngicas debido a la disminución de anticuerpos secretores (inmunoglobulina A). Otras causas, aparte de la causada por la deficiencia de vitamina A o sus precursores en la dieta, podrían asociarse con enfermedades del hígado o del páncreas. Una pobre absorción de los niveles adecuados de vitamina A en la dieta puede ser secundario a una enfermedad intestinal. Suplementos de vitamina A, ya sean orales o parenterales, se pueden incluir en el manejo de conjuntivitis, obstrucción nasolacrimal o sinusitis si la historia de la dieta hace sospechar o si hay otros indicios clínicos de deficiencia.

















Figura 3. Un loro amazonas con una masa verrucosa que se extiende desde uno de los márgenes de la membrana nictitante. Una biopsia por excisión, preservando el margen limitante de la membrana nictitante, llevó a un diagnóstico histológico de xantoma.


Neoplasia

Las neoplasias relacionan una variedad de estructuras oculares y anexas, y pueden ser primarias o metastásicas de un órgano distante. Los párpados y la membrana nictitante se han visto envueltas en procesos neoplásicos, incluyendo un tumor benigno de células basales40 y un lipogranuloma41 en el párpado de periquitos. Un carcinoma de células basales fue extraído del margen principal de la membrana nictitante de un coenuro.8 Una masa apareció en el mismo margen del párpado 9 meses después, revelando una biopsia por excisión un diagnóstico de carcinoma de células escamosas. Un xantoma del tercer párpado ha sido descrito en un periquito,8 y también se ha visto un xantoma en el tercer párpado en un loro amazonas sin otros signos clínicos(Fig .3). Sin embargo, los resultados de la analítica sanguínea pre-operatoria revelaron concentraciones de enzimas hepáticos algo elevadas (A.M.W., datos sin publicar, 1999). Un cistadenoma fue reseccionado de la región periorbital medial del ojo izquierdo de un loro gris africano; se especuló que tenía relación con la glándula lacrimal.42 Un meduloepitelioma intraocular maligno ha sido descrito en dos carolinas.43
Adenomas pituitarios han sido descritos en una carolina de cuatro años de edad con ceguera aparente y pupilas dilatadas,44 en un loro amazonas de 11 años de edad con exoftalmos asociado, ulceración de la córnea y ceguera,45 y en 9 de 50 periquitos con exoftalmia unilateral o bilateral.46 Exoftalmos con queratitis por exposición fue uno de los hallazgos clínicos en una neoplasia linforeticular periorbital en un loro gris africano47, y un linfosarcoma orbital en un pavo real (Pavo cristatus).16.


Miscelánea

Degeneración corneal

La degeneración cristalina de la córnea fue encontrada en el 8.7% de las aves (incluyendo loros amazonas, periquitos, carolinas, cotorras y finches) necropsiadas en una estación de cuarentena.18 La causa de las lesiones degenerativas en este grupo de aves no se determinó, pero fueron descritas como secuela de inflamación ocular.


Cataratas

Las cataratas se encuentran en aves asociadas a malformaciones del esqueleto, desordenes genéticos, deficiencias nutricionales, infección, trauma, senectud, efectos tóxicos, y otras enfermedades oculares como uveitis y degeneración de retina.2 Las cataratas seniles deben ser el tipo más común observado en aves de avanzada edad.48 Sin embargo, deben ser diferenciadas de la esclerosis lenticular nuclear que acompaña de forma normal a las lentes a medida que pasa el tiempo y que no está asociado con cambios significativos en la visión. Cataratas hereditarias han sido documentadas en canarios Yorkshire.49 En estas aves, los análisis del pedigrí sugirieron una herencia asociada a la penetración por completo de un alelo recesivo en un locus autosomal. Un intento de extracción extracapsular de las lentes mediante microcirugía fue considerado no viable debido al riesgo de provocar una uveitis secundaria por el pequeño tamaño del ojo del canario. Las cataratas hipermaduras, añadidas a la degeneración de retina, han sido descritas en un mina (Acidotheres cristatellus).50 La luxación de lentes catarácticas, tanto anteriores como posteriores, han sido observadas en cacatúas de edad avanzada, presuntamente secundarias a una zonulisis inflamatoria (A.M.W. y D.A.W., datos no publicados, 1999). La extracción extracapsular de las cataratas fue realizada con éxito en un cóndor andino (vultur gryphus)51, y también se ha practicado con éxito una extracción de cataratas utilizando facoemulsificación en rapaces.52 El pequeño tamaño del ojo de algunas aves limita el tipo de opciones quirúrgicas disponibles, aunque resultados satisfactorios han sido documentados en una carolina, loros amazonas, y cacatúas.2 Un oftalmólogo veterinario debe ser consultado para determinar las opciones terapéuticas y saber si el ave es candidata para la cirugía. Las cataratas pueden ser el resultado de una inflamación intraocular inmunomediada; en dichos casos debería ser administrada una medicación antiinflamatoria tópica.




















Figura 4. Una lesión en forma de masa cística ventral al globo de una cactúa. Una herida por picadura, presumiblemente infligida por un compañero de jaula, fue identificada en esta zona al poco de aparecer la lesión en forma de masa periorbital. Después de la excisión quirúrgica fue identificado como un quiste epitelial lineado.


Trauma

Los traumas oculares y de otros tipos son más comunes en aves que comparten jaula con otros pájaros. Se dan sobre todo en época de reproducción o en jaulas superpobladas. Traumas en los párpados pueden producir cicatrices que pueden causar irritación corneal crónica. La membrana nictitante cumple un importante papel mecánico a la hora de repartir la película lacrimal; Si se lacera, la membrana nictitante debe ser suturada. También el párpado puede ser reparado utilizando una sutura absorbible de 7-0 a 9-0 a una profundidad aproximada de 0.75 (para evitar que la sutura irrite la superficie corneal). Traumas penetrantes o romos pueden producir una variedad de lesiones oculares, incluyendo uveitis, hifema, perforación corneal, prolapso del iris, ruptura de la cápsula de la lente, desprendimiento de retina, y daño de los osículos escleróticos. Un quiste periocular fue encontrado en la parte inferior del globo en una cacatúa blanca con una historia de trauma facial reciente asociado a heridas por picaje ( J.Stiles, comunicación oral, 1999; Figura 4). El quiste estaba alineado con el epitelio secretor, y no reapareció después de la resección quirúrgica. Cuerpos extraños, como semillas atrapadas por la membrana nictitante, pueden irritar la superficie e inducir un trauma en la córnea y la conjuntiva.


Glaucoma

No hay casos documentados de glaucoma primario en aves de compañía, aunque la enfermedad ha sido descrita en pollos6 y rapaces.1 Un glaucoma aparentemente primario fue observado en un canario.5 El glaucoma se puede desarrollar como secuela de una luxación de lente o secundario a una inflamación crónica, con sinequia posterior o anterior periférica y formación de membrana fibrovascular preiridal.


Degeneración Retinal

Degeneración retiniana bilateral fue confirmada histológicamente en una cotorra de 3 años de edad con problemas de visión.53 Las cataratas eran una sospecha clínica, pero el resultado del examen histopatológico de las lentes no fue descrito. Los autores no especularon sobre la causa de la degeneración retiniana. Focos de degeneración retinianos fueron identificados en un mina con cataratas hipermaduras.
Un Saludo
Antonio Mayorca
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